In dieser Saison habe ich 2,5g Haferflocken Agar mit Pilzen geimpft aus den Gläsern, in denen es im letzten Jahr die besten Keimerfolge gab.
Die Keimung in den neuen Gläser ist erstaunlicherweise recht unterschiedlich.
In einige Gläser keimten alle Samen, wurden aber kaum grösser als 1 mm.
In anderen Gläsern keimten nur 10% der Samen, die Protokorme wachsen jedoch zügig und bilden gute Triebspitzen.
Wie ist dieser Effekt zu erklären? Ist der Pilz vermischt mit anderen Pilzen oder mit Bakterien verseucht, sodass in den einzelnen Gläsern zufällig unterschiedliche Mischungsverhältnisse vorliegen, die zu unterschiedlichem Keimverhalten führen?
Ich habe auch auf den neuen B1 ausgesät. Dort keimen die allermeisten Samen, allerdings verzögert gegenüber den alten B1.
Dem Agar wurde teilweise 1g/l Düngesalz Nr. 4 zugesetzt. Hiermit konnten in den ersten 2 Monaten nach der Aussaat keine wesentlichen Unterschiede zu dem salzfreien Gel festgestellt werden.
Ausgesät wurde ausschliesslich Orchis elegans Samen. Die ersten Protokorme waren in einigen Gläsern nach 3 Wochen erkennbar (0.5 mm), in anderen nach 4,5 Wochen, bei ca. 22° im Dunkeln.
Zitat von: Berthold am 13.Dez.11 um 15:57 Uhr
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Die Keimung in den neuen Gläser ist erstaunlicherweise recht unterschiedlich.
In einige Gläser keimten alle Samen, wurden aber kaum grösser als 1 mm.
In anderen Gläsern keimten nur 10% der Samen, die Protokorme wachsen jedoch zügig und bilden gute Triebspitzen.
Wie ist dieser Effekt zu erklären? Ist der Pilz vermischt mit anderen Pilzen oder mit Bakterien verseucht, sodass in den einzelnen Gläsern zufällig unterschiedliche Mischungsverhältnisse vorliegen, die zu unterschiedlichem Keimverhalten führen?
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eine Mischinfektion halte ich für unwahrscheinlich. Die führt bei mir fast immer zum Verlust. Nur bei sehr langsam wachsenden Schimmelinfektionen, die den Sämlingen genug Zeit geben sich zu entwickeln, kriege ich pikierwürdig Sämlinge.
Komplett gekeimte Aussaaten laufen bei mir oft auch nicht so gut weiter. Auf zu frühes Umsetzten stellen die Protokorme das Wachtum endgültig ein, bei späterem Umsetzen lassen sie sich oft nicht mehr gut trennen. Das Wachstum in ng sitzenden Gruppen kommt auch nach dem Umsetzen in der Regel nicht richtig in Schwung.
Bei der Orchis palustrisgruppe hatte ich bisher, mit 1 Ausnahme, nur verzögerte Keimungen. Zwar meistens nicht sehr viele, die sich dann jedoch gut umsetzen lassen und sich rasch zu pikierfähigen Pflanzen entwickeln. Zusätzliches Futter gebe ich erst im 2.Glas in Form von Blattzusätzen oder einer Prise Neudohum. Michael hatte das ausprobiert, bei geschossener Schneedecke eine gute Alternative.
Dieses Jahr habe ich keine selektierten B1 genommen, sondern was gerade noch da war - im Frühjahr pikierte Dactys. Einen sichtbaren Unterschied konnte ich nicht finden. Darüber führe ich keine Statistik.
Zitat von: Uhu am 14.Dez.11 um 04:46 Uhr
Zitat von: Berthold am 13.Dez.11 um 15:57 Uhr
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Die Keimung in den neuen Gläser ist erstaunlicherweise recht unterschiedlich.
In einige Gläser keimten alle Samen, wurden aber kaum grösser als 1 mm.
In anderen Gläsern keimten nur 10% der Samen, die Protokorme wachsen jedoch zügig und bilden gute Triebspitzen.
Wie ist dieser Effekt zu erklären? Ist der Pilz vermischt mit anderen Pilzen oder mit Bakterien verseucht, sodass in den einzelnen Gläsern zufällig unterschiedliche Mischungsverhältnisse vorliegen, die zu unterschiedlichem Keimverhalten führen?
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eine Mischinfektion halte ich für unwahrscheinlich. Die führt bei mir fast immer zum Verlust. Nur bei sehr langsam wachsenden Schimmelinfektionen, die den Sämlingen genug Zeit geben sich zu entwickeln, kriege ich pikierwürdig Sämlinge.
Komplett gekeimte Aussaaten laufen bei mir oft auch nicht so gut weiter.
Jürgen, es gibt Pilze, die sich optisch ähnlich verhalten wie unser B1, d. h. brav auf der Agaroberfläche bleiben, keine Lufthyphen bilden aber keinen einzigen Samen keimen. Solch einen Kameraden hatte ich mal von Ophryssämlingen selektiert.
Wenn sich solche Kandidaten mit dem echten B1 mischen, hat man ganz schlechte Übersicht über das Geschehen.
Dann habe ich manchmal bakterielle Infektionen auf dem B1, erkennbar an einer Schleimbildung auf der Oberfläche. Der B1 kämpft gegen diese Bakterien, manchmal gewinnt er, manchmal verliert er. Je nach Ausgagng des Kampfen hat man verzögerte, garkeine oder normale Keimung. Sehr unübersichtlich, die Lage.
O. elegans als Test für die Eignung des B1 halte ich für ungeeignet. Ich habe zwischen 0 Keimung und mittelstarker Keimung auf dem zur gleichen Zeit hergestellten Nährboden bei dieser Art alles erlebt. Und niemals Massenkeimung.
Wenn man den Pilz auf Wirksamkeit überprüfen will muss man Gymnadenia conopsea, Dactylorhiza maculata oder fuchsii, Anacamptis morio und insbesondere Anacamptis longicornu nehmen.
Und, natürlich, steriles Arbeiten. Die Pilze sind sehr empfindlich gegen Infektion von Schimmel, und diese Sporen fliegen überall herum.
Zitat von: Berthold am 14.Dez.11 um 09:49 Uhr
Jürgen, es gibt Pilze, die sich optisch ähnlich verhalten wie unser B1, d. h. brav auf der Agaroberfläche bleiben, keine Lufthyphen bilden aber keinen einzigen Samen keimen. Solch einen Kameraden hatte ich mal von Ophryssämlingen selektiert.
schade, schade, wär zu schön gewesen
Claus, verschiedene Linien des B1 mit Arten zu testen, die sich als schwierige Kandidaten gezeigt haben, ist doch gar nicht schlecht. Bei den von Dir Genannten wissen wir wie gut mit B1 sie laufen.
Übrigens waren B1 Aussaaten von Gymnadenia nicht so der Hit. Bleibe da aber am Ball.
Zitat von: Claus am 14.Dez.11 um 09:53 Uhr
O. elegans als Test für die Eignung des B1 halte ich für ungeeignet. Ich habe zwischen 0 Keimung und mittelstarker Keimung auf dem zur gleichen Zeit hergestellten Nährboden bei dieser Art alles erlebt. Und niemals Massenkeimung.
Claus, aber die Keimung von Orchis elegans bzw. der palustris-Gruppe ist doch der eigentliche Selbstzweck. Deshalb muss ich den Pilz nach der Art der Orchidee austesten, nicht umgekehrt.
Aber wenn man den Samen ordentlich mischt und bekommt trotzdem so unterschiedliche Keimergebnisse, kann es doch nur daran liegen, dass der Pilz nicht homogen in den Gläsern verteilt ist. Und das wiederum ist für mich nur bei Mischpilzkuturen oder bakteriellen Verunreinigungen denkbar.
Ich hatte jedoch jetzt bei der asymbiotischen Aussaat noch einen weiteren Effekt bemerkt.
Den Samen von 3 Epiphyten hatte ich 10 Minuten in 3% H2O2 desinfiziert und alle Aussaatgläser sind fürchterlich verpilzt. Der Samen war also nicht pilzfrei.
Bei der symbiotischen Aussaat merkt man das nicht so leicht, denn die Pilzsporen am Samen können sich im B1 nicht so leicht entfalten, sodass man sie nicht optisch erkennt. Aber für die lokale Verdrängung des B1 und damit für die Keimungsverhinderung kann es noch gut reichen.
Also, auch bei symbiotischer Aussaat den Samen bitte sehr sorgfältig desinfizieren.
Zitat von: Uhu am 14.Dez.11 um 18:27 Uhr
Claus, verschiedene Linien des B1 mit Arten zu testen, die sich als schwierige Kandidaten gezeigt haben, ist doch gar nicht schlecht. Bei den von Dir Genannten wissen wir wie gut mit B1 sie laufen.
Übrigens waren B1 Aussaaten von Gymnadenia nicht so der Hit. Bleibe da aber am Ball.
Ich habe ja 2009 auf dem alten B1 eine ganze Reihe von Arten getestet, u.a. auch O. elegans. Ich hatte zwar Keimung, aber nur sehr kümmerliche.
Im August 2011 habe ich auf dem neuen B1 Gymnadenia ausgesät, erste Klasse!
Allerdings habe ich momentan wenig Zeit mich um die symbiotischen zu kümmern. Es wäre notwendig, mal den A36 richtig durchzuchecken mit verschiedenen Arten. Der Q414 scheint dagegen gar nichts zu bewegen. Und dann habe ich gerade noch 10 Pilze bekommen, die Cypripedien keimen sollen. Da habe ich zunächst auf jeden mal ein paar Cyp. reginae-Protokorme gelegt und warte nun ab. Außerdem habe ich sie je 2x archiviert. Mehr geht zur Zeit nicht.
Zum Thema Desinfektion der Samen: Sicherer geht es natürlich mit 0,5% NaOCl, aber Hypochlorit tötet auch gut ab. D.h. 10 min mit 0,5% NaOCl kann dazu führen, dass gar nichts keimt. Ich nehme auch 3% H2O2 für 10 min. Da gibt es Ausrutscher, jawoll.
Zitat von: Claus am 14.Dez.11 um 19:18 Uhr
Zum Thema Desinfektion der Samen: Sicherer geht es natürlich mit 0,5% NaOCl, aber Hypochlorit tötet auch gut ab. D.h. 10 min mit 0,5% NaOCl kann dazu führen, dass gar nichts keimt.
aber wenn man mit nicht explizit sterilisiertem Wasser nachspült, sollte es doch klappen für die symbiotische Aussaat, oder?
Zitat von: Berthold am 14.Dez.11 um 19:31 Uhr
Zitat von: Claus am 14.Dez.11 um 19:18 Uhr
Zum Thema Desinfektion der Samen: Sicherer geht es natürlich mit 0,5% NaOCl, aber Hypochlorit tötet auch gut ab. D.h. 10 min mit 0,5% NaOCl kann dazu führen, dass gar nichts keimt.
aber wenn man mit nicht explizit sterilisiertem Wasser nachspült, sollte es doch klappen für die symbiotische Aussaat, oder?
Was ist denn nun "nicht explizit sterilisiertes Wasser"? Ist es nun steril oder nicht oder nur levitiert? :ka :ka :ka
Zitat von: Claus am 14.Dez.11 um 21:16 Uhr
Was ist denn nun "nicht explizit sterilisiertes Wasser"? Ist es nun steril oder nicht oder nur levitiert? :ka :ka :ka
Es ist das Wasser aus meinem Wasserkran aus dem Brunnen. Die Keimzahl ist unterhalb des gesundheitlich bedenklichen Limits, sagt meine Gesundheitsbehörde.
Früher war es ein Teil von dem Wasser, das ich über die Kläranlage und die Sickergrube im Garten versickert habe, damals als ich noch einen autonomen Wasserkreislauf betrieben habe.
Na, das kannst du natürlich nicht nehmen. Es ist doch kein Problem, ein Marmeladenglas mit 3/4 Füllung und losem Deckel in den Sicomatic zu stecken.
Zitat von: Claus am 14.Dez.11 um 21:46 Uhr
Es ist doch kein Problem, ein Marmeladenglas mit 3/4 Füllung und losem Deckel in den Sicomatic zu stecken.
nein, natürlich nicht.
Aber der Samen liegt hier nach der Desinfizierung sowieso 2 Stunden zum Trocknen in der Küchenluft. Und das hat bisher nicht die geringsten Probleme bereitet bei der
symbiotischen Aussaat.
Für die asymbiotische Aussaat ginge das natürlich nicht so.
Zitat von: Berthold am 14.Dez.11 um 22:02 Uhr
Für die asymbiotische Aussaat ginge das natürlich nicht so.
Symbiotisch auch nicht! Hab ich ja selbst versucht, Aussaat auf dem Schreibtisch. Einige Zeit ging es gut, dann war alles hinüber.
Zitat von: Claus am 14.Dez.11 um 19:18 Uhr
Ich habe ja 2009 auf dem alten B1 eine ganze Reihe von Arten getestet, u.a. auch O. elegans. Ich hatte zwar Keimung, aber nur sehr kümmerliche.
Im August 2011 habe ich auf dem neuen B1 Gymnadenia ausgesät, erste Klasse!
Zum Thema Desinfektion der Samen: Sicherer geht es natürlich mit 0,5% NaOCl, aber Hypochlorit tötet auch gut ab. D.h. 10 min mit 0,5% NaOCl kann dazu führen, dass gar nichts keimt. Ich nehme auch 3% H2O2 für 10 min. Da gibt es Ausrutscher, jawoll.
Ich habe weiterhin ausschließlich auf dem Alten B1 ausgesät. O.elegans brachten aus 2 Herkünften eine befriedigende Anzahl pikierfähiger Sämlinge. Somit bin ich ganz zufrieden.
Samen desinfiziere ich ausschließlich mit H2O2. Lege zum trocknen auf ein frisches Küchentuch. Zur Aussaat desinfiziere ich meine Hände mehrfach gründlich mit entsprechender Einwirkzeit und ziehe einen Mundschutz auf. So funktioniert die Aussaat einfach auf dem schreibtisch im Arbeitszimmer.
Zitat von: Uhu am 14.Dez.11 um 22:51 Uhr
Samen desinfiziere ich ausschließlich mit H2O2. Lege zum trocknen auf ein frisches Küchentuch. Zur Aussaat desinfiziere ich meine Hände mehrfach gründlich mit entsprechender Einwirkzeit und ziehe einen Mundschutz auf. So funktioniert die Aussaat einfach auf dem schreibtisch im Arbeitszimmer.
Ich trage beim Aussäen keinen Mundschutz, sondern halte den Atem an.
Jürgen, aber vielleicht ist Deine Methode doch praktischer.
Ich impfe sterilisierten Agar inzwischen nicht mehr mit verpilztem Agar, auf den schon ausgesät worden ist, sondern erzeuge immer parallel zu den Aussaatgläsern Pilzrückstellgläser, die ich zum Neuinfizieren benutze, wenn die Aussaatgläser gute Keimerfolge gezeigt haben.
Ich halte das für eine gute Vorgehensweise, Berthold.
Ich mache die Pilzinfektionen unter sterilen, die Aussaaten und Umlagen unter nicht-sterilen Bedingungen.
Ich hatte in der Vergangenheit schlechtere Ergebnisse wenn ich desinfizierte Samen noch feucht ins Glas eingebracht hatte (NaOCl - 0,7%ig) als bei -mit H2O- nachgespülten oder unsterilen Samen. Samenwäsche mit 3%igem H2O2 hat bei mir -warum auch immer- nie richtig funktioniert.
Unsterile Samen oder kontaminierte Protokorme hingegen auf vorinfiziertem Agar aufzubringen hat sich immer bewährt, wenngleich ich zugeben muss, dass das Fortschreiten oder Zurückdrängen der Kontaminationen stark vom Gehalt des Mediums abhängig ist. Bei 2,5g Hafer behält eher der Pilz die Oberhand, 3g Hafer ist bereits 50:50 und alles was fetter ist begünstigt stärker das Wachstum der Kontamination. Deshalb mache ich aktuell -wenn nach Aussaat zu starke Kontaminationen vorhanden sind- noch einen Zwischenschritt über 2,5g-Haferagar, bevor die Protokorme dann in eine etwas fettere Endflasche kommen, in der nach dem Winter auch nachgefüttert werden kann (Aktivkohle nicht zu vergessen!).
Orchis elegans auf B1 neu (2.5 g/l Haferflocken) nach 5 Wochen
(http://farm8.staticflickr.com/7168/6515697979_6049cbe8d8_o.jpg)
Es ist zwar "Massenkeimung" aber die Protokorme sind klein (1.5 mm) und brauchen ziemlich lange, um diese Grösse zu erreichen.
Vom Aussehen her scheint das aber eine normale Entwicklung zu sein.
Gute Größe zum Umsetzen auf frische Böden. Nach 6-8 Wochen dürften die pikierreif sein - dann wird´s aber auch Zeit, damit sie noch genug Zeit im 1.Topf haben.
Manchmal verschleimt oder verflüssigt sich das Haferflocken-Agar-Gel oberflächlich nach Impfung mit kleinen B1-infizierten Gelklumpen.
Ich gehe davon aus, dass es sich dann um Bakterien-Infektionen handelt, die teilweise die Gelvernetzung auflösen, weil sie das Agar fressen wollen.
Die Bakterien werden vermutlich in den alten Gläsern, aus denen die Impfklumpen entnommen werden von dem B1 in Schach gehalten. Aber auf dem neuen sterilen Agar können sie sich schneller verbreiten als der B1 und sie gewinnen dann die Oberhand im Glas.
Bei der Infizierung der neuen Gläser mit den B1-Gelklumpen gelangen die Bakterien sicherlich hier bei mir nicht ins Glas.
Wie ist die Meinung dazu?
Zitat von: Berthold am 15.Dez.11 um 14:39 Uhr
Orchis elegans auf B1 neu (2.5 g/l Haferflocken) nach 5 Wochen
Es ist zwar "Massenkeimung" aber die Protokorme sind klein (1.5 mm) und brauchen ziemlich lange, um diese Grösse zu erreichen.
Versuch mal den Boden 1,5gr. Haferflocken + 1gr. Zucker.
Zum Teil hatte ich da noch erheblich schnelleren Wuchs.
Hallo Berthold, hast Du mal versucht einen Abstrich aus den verflüssigten Bereich zu mikroskopieren. Darin müsstest Du im Nativpräparat eigentlich reichlich Bakterienkolonien finden. Das würde Deine Vermutung stützen.
Zitat von: Berthold am 22.Dez.11 um 19:42 Uhr
Manchmal verschleimt oder verflüssigt sich das Haferflocken-Agar-Gel oberflächlich nach Impfung mit kleinen B1-infizierten Gelklumpen.
Ich gehe davon aus, dass es sich dann um Bakterien-Infektionen handelt, die teilweise die Gelvernetzung auflösen, weil sie das Agar fressen wollen.
Die Bakterien werden vermutlich in den alten Gläsern, aus denen die Impfklumpen entnommen werden von dem B1 in Schach gehalten. Aber auf dem neuen sterilen Agar können sie sich schneller verbreiten als der B1 und sie gewinnen dann die Oberhand im Glas.
Bei der Infizierung der neuen Gläser mit den B1-Gelklumpen gelangen die Bakterien sicherlich hier bei mir nicht ins Glas.
Wie ist die Meinung dazu?
Sehe ich genauso.
Deshalb sollte man auch bei der symbiotischen Aussaat die Samen zumindest mit H2O2 behandeln. Manche sind ja der Meinung man sollte die Samen 24 Stunden in einer 2%igen Zuckerlösung einweichen lassen. In dieser Zeit würden die Mehrzalh der Schimmelsporen und anderer Keime spriessen. Die sollten mit einer anschließenden Wasserstoffperoxidbehandlung dann einfacher und effektiver abzutöten sein.
Ich kann mir so etwas gut vorstellen, habe es jedoch noch nicht versucht bzw. einen Vergleichstest gemacht.
Ganz zu Beginn hatte ich das mit der Zucker-Vorbehandlung mal probiert - im Vergleich zu ohne Zucker. Ich fand keinen Unterschied. Jetzt hörte ich von einer Vorbehandlung über 24-72 h, bei der Kokoswasser in Kombination mit Zucker verwendet wird. Da könnte ich mir natürlich vorstellen, dass das Kokoswasser keimfördernd wirkt.
Diesen Schleim auf der Haferagar-Oberfläche habe ich auch schon erlebt. Von daher wäre es schon wichtig, mal herauszufinden, ob das Zeug von Bakterien herrührt.
Zitat von: Claus am 22.Dez.11 um 22:13 Uhr
Diesen Schleim auf der Haferagar-Oberfläche habe ich auch schon erlebt. Von daher wäre es schon wichtig, mal herauszufinden, ob das Zeug von Bakterien herrührt.
ich schaue mal, ob ich was finde, sonst lass ich schauen.
Zitat von: Claus am 22.Dez.11 um 22:13 Uhr
Da könnte ich mir natürlich vorstellen, dass das Kokoswasser keimfördernd wirkt.
Vielleicht auch für die Orchideensamen interessant.
Wäre mal einen Versuch wert.
Im Januar mache ich wieder ein paar Aussaaten, da könnte ich das mal versuchen.
so sieht der Schleim um den B1-Pilz aus (480 fache Vergrösserung)
(http://farm8.staticflickr.com/7032/6556271125_21aa199c32_o.jpg)
Zum Grössenvergleich die Spitze eines Orchideensamens. Mit dem Embryo würde das Gesichtsfeld platzen
(http://farm8.staticflickr.com/7024/6556270841_06bb27440b_o.jpg)
Ich kenne mich mit Bakterien nicht aus, aber was könnte das anderes als Bakterien sein?
Zitat von: Berthold am 22.Dez.11 um 23:53 Uhr
Ich kenne mich mit Bakterien nicht aus, aber was könnte das anderes als Bakterien sein?
Bakterien! Hefen wären viel größer.
Bakterien :thumb
liegen die da nur ruhig rum oder bewegen sie sich auch?
Zitat von: Uhu am 23.Dez.11 um 15:54 Uhr
Bakterien :thumb
liegen die da nur ruhig rum oder bewegen sie sich auch?
Die werden auf dem Objekträger von unten beleuchtet, dadurch gibt es eine leichte konvektive Wärmebewegung. Sie strömen deshalb alle parallel in eine Richtung. Eine Einzelbewegung kann ich deshalb nicht erkennen.
Bei 1200facher Vergrösserung sollte man es sehen, aber dann muss ich durch Öl schauen und alles andere muss ganz ruhig sein. So wie bisher würden sie bei der 1200fachen Vergrösserung wie auf einer 20-spurigen Autobahn durch das Gesichtfeld rasen.
Kann es sein, dass die Sterilisationstemperatur von 120° (40 Minuten) nicht ausreicht? Die Geräte im medizinischen Einsatz sterilisieren bei 134°, denn es gibt sporenbildende Bakterien, wie z.B. Tetanus, da stecken die Sporen 120° locker weg.
Sind denn meine Haferflocken mit Tetanus-Sporen verseucht? Doch wohl kaum, aber mit anderen Bakterien-Sporen?
Die 118°C des Sicomatic reichen vollkommen aus, weil im Topf gesättigter Wasserdampf ist. Sporen halten nur dann höhere Temperaturen aus, wenn sie trockener Hitze ausgesetzt sind.
Bei 480-facher Vergrößerung solltest du schon die Brownsche Molekularbesegung sehen können.
Zitat von: Claus am 23.Dez.11 um 22:55 Uhr
Bei 480-facher Vergrößerung solltest du schon die Brownsche Molekularbesegung sehen können.
Passend zu Weihnachten. :-D
Danke Claus!
Im Bild sieht man die Bakterein selbst.
120°C und Druck reichen sicherlich aus um alles - evt. außer Prionen - platt zu machen. Vorsicht mit höheren Drücken im Dampfkochtopf!!!
Gegen Tetanus sind hier doch wohl hoffentlich alle ausreichend geschützt
Zitat von: Uhu am 25.Dez.11 um 12:17 Uhr
Vorsicht mit höheren Drücken im Dampfkochtopf!!!
Jürgen, wir machen Kochsalz (25%) ins Wasser des Dampfdrucktopfes. Dann wird es bei dem selben Druck heisser oder wir beschaffen uns einen richtigen Sterilisator (134°), der vom Dampfkessselüberwachungsverein (jetzt TÜV) geprüft ist.
Dann nimm lieber den richtigen Steri - muss ja für Nährböden kein Klasse B Gerät sein. Haupftache er ist groß genug für die Gläser.
Zitat von: Uhu am 25.Dez.11 um 12:26 Uhr
Dann nimm lieber den richtigen Steri - muss ja für Nährböden kein Klasse B Gerät sein. Haupftache er ist groß genug für die Gläser.
Man kann die Sterilisationstemperatur durch Zugabe von Kochsalz zum Wasser im Drucktopf um etwa 7° erhöhen, also von 120° (2. Ring bei Fissler-Topf) auf 127°.
Es muss eine etwa gesättigte Kochsalzlösung entstehen, d. h. man muss ca. 25% Salz ins Wasser kippen.
Das ist nun wirklich übertrieben und unnötig.
Zitat von: Berthold am 26.Dez.11 um 11:17 Uhr
Zitat von: Uhu am 25.Dez.11 um 12:26 Uhr
Dann nimm lieber den richtigen Steri - muss ja für Nährböden kein Klasse B Gerät sein. Haupftache er ist groß genug für die Gläser.
Man kann die Sterilisationstemperatur durch Zugabe von Kochsalz zum Wasser im Drucktopf um etwa 7° erhöhen, also von 120° (2. Ring bei Fissler-Topf) auf 127°.
Es muss eine etwa gesättigte Kochsalzlösung entstehen, d. h. man muss ca. 25% Salz ins Wasser kippen.
Berthold, wir hatten da ja schon mal drüber gesprochen, Du wolltest das auch mal machen und dann zeigen, wie es hinterher aussieht, glaube ich mich zu erinnern.
Nochmals zum Bild:
das sieht irgendwie seltsam aus - Stäbchen, Kokken oder doch Corynebakterien? Ich kann irgendwie alle möglichen Formen erkennen - und diese auch noch schön zufällig und gleichmässig verteilt. Die Bakterienkulturen, die ich früher mal durchs Mikro inspiziert habe neigten doch immer dazu 1. "Nester" zu bilden und 2. innerhalb dieser sehr uniform zu wirken. Also vielleicht doch eine Suspension von Zelldetritus u.ä.? Dringend zu empfehlen wäre HE-Färbung oder ähnliches - Berthold kommst Du da ran?
Gruß Niko
PS: hmm ich könnte sowas vielleicht organisieren, grübel.... so Matsche-Nährboden habe ich schließlich auch.....
Zitat von: Uhu am 25.Dez.11 um 12:17 Uhr
Im Bild sieht man die Bakterein selbst.
120°C und Druck reichen sicherlich aus um alles - evt. außer Prionen - platt zu machen. Vorsicht mit höheren Drücken im Dampfkochtopf!!!
Gegen Tetanus sind hier doch wohl hoffentlich alle ausreichend geschützt
Hallo Jürgen,
ich glaube nicht, dass das Medium selber 120 Grad erreicht.
Im Sommer habe ich eine Brühe ähnlich Gartenteichwasser fürs Medium benutzt. Das war ein Versuch. Nach der gleichen Sterilisation, wie seit vier Jahren problemlos benutzt, gab es Kontaminationen mit Bakterien, die aber Monate brauchten um plötzlich mitten im Medium einzelne schwach wachsende Kolonien zu bilden.
Das Wachstum der Bakterien war zunächst ungewöhnlich schwach nahm aber im Laufe der Zeit zu, den Pflanzen schien diese Kontamination keine Probleme zu bereiten, mehr im Gegenteil.
Zitat von: Timm Willem am 26.Dez.11 um 15:46 Uhr
Hallo Jürgen,
ich glaube nicht, dass das Medium selber 120 Grad erreicht.
Laut Angabe von Sicomatic erreicht das Innere des Topfes beim Erscheinen des zweiten Rings 118°C. Bei 30 min nach Schließen des Topfes habe ich im Normalfall nie Probleme gehabt.
Ich habe aber auch einen moderneren Sicomatic-Topf. Bei dem fiel mir auf, dass der zweite Ring schon bei einer deutlich geringeren Heizleistung der Kochplatte erscheint. Ich nehme an, dass in diesem Topf die 118°C nicht erreicht werden.
Aber in diesem Jahr habe ich auch einmal Nährboden mit Wasser aus der Regentonne gekocht. Danach sind mir viele dieser so hergestellten Böden im Reagenzglas
verschimmelt. Das ist auch der jetzt erkannte Grund für die vielen Verkeimungen nach dem Aussaattag.
Ich benutze im Normalfall Wasser aus dem Trocknungsgerät, das bei uns in einem Kellerraum steht. Dieses Wasser steht vor Gebrauch wochenlang in 5-l-Kanistern im Keller. Da dort auch eine gewisse Schimmelbelastung herrscht, die sich ja durch den Ventilator im Wasser anreichern muss, habe ich mich sehr vorsichtig herangetastet. Aber wie gesagt, es gab mit diesem Wasser nie Probleme.
Der Steri läuft 45 Minuten. Da gebe ich gerne mal 5-10 Minuten dazu. Verkeimungen habe ich keine. Auch nicht bei Zugabe von Neudohum statt Blüttern. Hab vor einiger Zeit auch mal ein paar Gläser reines Neudhum sterilisiert. Das bleibt auch bei langer Standzeit sicher steril. Temeperaturanzeige geht auf 120°C - wenn´s denn stimmt.
Zitat von: Timm Willem am 26.Dez.11 um 15:22 Uhr
Zitat von: Berthold am 26.Dez.11 um 11:17 Uhr
Zitat von: Uhu am 25.Dez.11 um 12:26 Uhr
Dann nimm lieber den richtigen Steri - muss ja für Nährböden kein Klasse B Gerät sein. Haupftache er ist groß genug für die Gläser.
Man kann die Sterilisationstemperatur durch Zugabe von Kochsalz zum Wasser im Drucktopf um etwa 7° erhöhen, also von 120° (2. Ring bei Fissler-Topf) auf 127°.
Es muss eine etwa gesättigte Kochsalzlösung entstehen, d. h. man muss ca. 25% Salz ins Wasser kippen.
Berthold, wir hatten da ja schon mal drüber gesprochen, Du wolltest das auch mal machen und dann zeigen, wie es hinterher aussieht, glaube ich mich zu erinnern.
Simon, ich habe mit der Salzlösung bisher nicht sterilisiert, weil ich eigentlich wie Claus vermute, das ist unnötig.
Ich habe jetzt aber mal die Temperatur von kochendem Wasser bei Küchendruck gemessen, einmal Leitungswasser und einmal 25%-Kochsalzlösung im Vergleich.
Dabei kam heraus 99° bzw 105°. Diese absoluten Werte sind ungenau, weil mein geeichtes Termometer nur bis 50° geht und ich es nicht benutzen kann, aber die Temperatur-Differenz stimmt schon.
Dass Keime aus dem Regentonnenwasser bei 120° und 40 Minuten Sterilisationszeit nicht abgetötet werden, kann ich mir
nicht vorstellen.
Dass der Nährboden im Glas rechtzeitig in den 40 Minuten die 120° erreicht, denke ich auch.
Zitat von: Uhu am 25.Dez.11 um 12:17 Uhr
Vorsicht mit höheren Drücken im Dampfkochtopf!!!
Ich sterilisiere in meinem Autoklav immer bei 121°C und einem Druck von 2bar, 15min. lang.
Das sollte vollkommen ausreichen.
Der Rest ist sauberes arbeiten in der Bank.
Zitat von: Uhu am 25.Dez.11 um 12:17 Uhr
Im Bild sieht man die Bakterein selbst.
120°C und Druck reichen sicherlich aus um alles - evt. außer Prionen - platt zu machen. Vorsicht mit höheren Drücken im Dampfkochtopf!!!
Man kann ja bei Haushaltdrucktöpfen gar keinen höheren Druck erreichen, weil die Überdrucksicherung dann öffnet.
Man kann höchstens andere Flüssigkeiten mit niedrigerem Dampfdruck nehmen, die bei dem Maximaldruck des Topfen heisser sind. Das genau ist ja der Trick mt dem Salzwasser.
Wenn man Öl nehmen würde, könnte man theoretisch noch sehr viel höhere Temperaturen erreichen. Man kocht dann aber den Nährboden aus.
Zitat von: Berthold am 27.Dez.11 um 00:30 Uhr
Man kann ja bei Haushaltdrucktöpfen gar keinen höheren Druck erreichen, weil die Überdrucksicherung dann öffnet.
Solange man das Überdruckventil nicht manipuliert (wovon ich dringenst abrate! Lebensgefahr !!!) sollte er auch so bei 2bar "abblasen".
Der B1 scheint doch sehr sensibel auf die Alkoholmischung Mikrozid AF zu reagieren.
In allen 250-ml-Erlenmeyerkolben, bei denen ich den Wattestopfen ordentlich von innen mit Mikrozid AF eingesprüht habe, hat sich kein B1 entwickelt sondern nur dieser schleimige Bakterienbrei.
Die Alkoholdämpfe im Kolben scheinen auszureichen, den B1 abzutöten.
Ich hatte vor 2 Jahren auch schon mal diesen Effekt bemerkt, habe ihn aber damals nicht richtig zugeordnet.
Zitat von: Berthold am 31.Dez.11 um 23:14 Uhr
Der B1 scheint doch sehr sensibel auf die Alkoholmischung Mikrozid AF zu reagieren.
Diese Pilze sind auch empfindlich gegen Hypochlorit-Lösungen. Dennoch kann man die Samen mit Hypochlorit desinfizieren und ohne Nachwäsche auf den infizierten Boden legen, weil Restmengen von Hypochlorit sehr schnell vom Nährboden verbraucht werden und damit für den Pilz nur lokal und kurzzeitig wirksam sind. Der Pilz überwächst diese Stelle wieder.
Besser ist wohl die Desinfektion mit Wasserstoffperoxid.
Ich habe jetzt erstmalig mit Na-Hypochlorit gebleicht, allerdings mit unsterilem aber keimfreien Kranwasser nachgewachen.
Vor 3 Wochen haben Epiphyten-Samen mit 10 Minuten H2O2-Bleiche den asymbiotischen Boden völlig verpilzt.
Zitat von: Berthold am 01.Jan.12 um 11:28 Uhr
Ich habe jetzt erstmalig mit Na-Hypochlorit gebleicht, allerdings mit unsterilem aber keimfreien Kranwasser nachgewachen.
Vor 3 Wochen haben Epiphyten-Samen mit 10 Minuten H2O2-Bleiche den asymbiotischen Boden völlig verpilzt.
Berthold,
du kannst dir doch im Sicomatic Wasser sterilisieren. Fülle ein Marmeladenglas zu 3/4 mit dest. Wasser, verschließe mit dem Deckel relativ lose und sterilisiere nach Verschließen des Topfes 30 min. Nach dem Abkühlen sitz der Deckel ganz fest drauf.
Dein Kranwasser kann doch gar nicht steril sein.
Zitat von: Claus am 01.Jan.12 um 11:40 Uhr
Dein Kranwasser kann doch gar nicht steril sein.
Doch, muss es, bei Dir auch. Es wird hier jährlich pflichtuntersucht in meiner privaten Wasserversorgung.
Wenn Du Deinen Wasserwerken z. B. Kolibakterien im Trinkwasser nachweisen kannst, ist in Walsrode die Hölle los.
Leitungswasser ist natürlich nicht steril, es enthält Keime und Sporen. http://www.westaflex-red.de/red/cgi-bin/txt.cgi?SID=125094750736046&Z=0301&L=wfx&S=TITELTA&F=&X=10&T=0301101078000000
Es sollte natürlich keine Schadkeime enthalten. Aber es wird mit Sicherheit Schimmelsporen enthalten; denn die sind überall. Denke nur mal an die langen Leitungswege, durch die das Wasser laufen muss, bis es bei dir ankommt.
Wasser, mit dem ich die gebleichten Samen nachwasche, ist bei mir immer entmineralisiert und sterilisiert.
Ergänzung: http://de.wikipedia.org/wiki/Trinkwasserhygiene
Zitat von: Berthold am 01.Jan.12 um 14:11 Uhr
Zitat von: Claus am 01.Jan.12 um 11:40 Uhr
Dein Kranwasser kann doch gar nicht steril sein.
Doch, muss es, bei Dir auch. Es wird hier jährlich pflichtuntersucht in meiner privaten Wasserversorgung.
Jain, es ist nicht keimfrei Berthold. Es wird aber für den menschlichen Gebrauch ständig untersucht ob es in den Toleranzen liegt.
Gib doch einfach ein paar Tropfen des Leitungswassers auf ein paar sterile Nährböden. Ab 4 Tagen beginnen immer die Verkeimungen. Das ist doch der beste Test.
Zitat von: Claus am 14.Dez.11 um 19:18 Uhr
Zitat von: Uhu am 14.Dez.11 um 18:27 Uhr
Claus, verschiedene Linien des B1 mit Arten zu testen, die sich als schwierige Kandidaten gezeigt haben, ist doch gar nicht schlecht. Bei den von Dir Genannten wissen wir wie gut mit B1 sie laufen.
Übrigens waren B1 Aussaaten von Gymnadenia nicht so der Hit. Bleibe da aber am Ball.
Im August 2011 habe ich auf dem neuen B1 Gymnadenia ausgesät, erste Klasse!
Gymnadenia conopsea keimt also gut auf B1, Claus, oder? Was ist aus den Protokormen geworden?
Dann werde ich die Art auf A36 testen, sollte dann auch klappen.
Ich habe mit Gymnadenia auf B1 fast immer Massenkeimung gehabt. Es gibt Sämlinge in meinen diversen Mooren, geblüht haben die noch nicht. Auspikierte in üblichen Substraten in Kästen sind Trauermückenlarven und Kupfer im Gießwasser zum Opfer gefallen, müsste ich mal wiederholen mit jetzt mehr Erfahrung.
Gut, das stimmt mich zuversichtlich für A36