Ich denke, es wird Zeit einmal die Grenzen des B1 auszutesten und habe deshalb heute einmal Platanthera bifolia, die mit dem B1 grenzwertig gut gehen sollte, auf 8 mit dem B1 infizierten Gläsern (3g Hafer/Liter) angesetzt. Würde mich interessieren, ob sie es (und zu welchem Anteil) bis zur Pikierreife schaffen können (evt. mit unterschiedlichen Medien nach Vereinzelung). Ich möchte hier auch regelmäßige Updates liefern, um Verlauf und Medien zu beschreiben.
Anregungen, Tipps und Tricks sowie Empfehlungen und eigene Erfahrungen sind herzlich willkommen.
Aktuell stehen die Flaschen (Kaffeesahneflaschen mit je 120ml Medium, 8 Tage vorinfiziert, heute mit Samen besetzt) bei 20°C und absoluter Dunkelheit im Keller. Nächster Update folgt in etwa 2 Wochen.
Stand tuned 4 more......
:thumb
Sehr schön. Falls ich noch Samen im Kühlschrank finden sollte - die wären aber von 2007 (!) dann würde ich die mal mit dem A36 ansetzen, da der wesentlich aktiver ist als der B1. Auch der B1, den ich dieses Jahr in England kaufte ist deutlich aktiver als "unser" B1.
2 Wochen nach der Aussaat ist der Pilz überall schon auf der Glaswand und sind die Samen sichtbar gequollen (leider auch mit einigen Kontaminationen). Ich nehme an, dass -wenn es wirklich etwas werden können soll- es innerhalb der folgenden 5-8 Tagen zu sichtbaren Protokormbildungen kommen müsste. Die Temperatur ist etwas gefallen und beträgt aktuell 18°C (vormals 20°C).
Nächstes Update daher in einer Woche.
Zitat von: Claus am 03.Okt.11 um 18:08 Uhr
Sehr schön. Falls ich noch Samen im Kühlschrank finden sollte - die wären aber von 2007 (!) dann würde ich die mal mit dem A36 ansetzen, da der wesentlich aktiver ist als der B1. Auch der B1, den ich dieses Jahr in England kaufte ist deutlich aktiver als "unser" B1.
Claus, Tests mit so alten Samen sind unbefriedigend.
Erinnere Dich bitte an den breiten Test mit altem Samen von Spiranthes spiralis von Lothar aus Frankreich. Er ist unter keinen Bedingungen gekeimt.
Der frische Samen in Folgejahr ist unter allen Bedingungen gut gekeimt.
Zitat von: winwen am 19.Okt.11 um 00:10 Uhr
(leider auch mit einigen Kontaminationen).
Woher stammen die Kontaminationen Deiner Meinung nach, Erwin?
So eine Mischpilzkultur kann sich völlig anders verhalten als reiner B1. Das geht von besser keimen über später keimen und frühem Keimstop bis zu gar keiner Keimung.
Also eine sehr unübersichtliche Situation.
Wie hast du denn die Samen desinfiziert, Erwin? Ich habe mich nach immer wiederkehrenden Teilverkeimungen auf eine Einheitsdesinfektion mit 3% H2O2 für 10 min durchgerungen. Damit bin ich jetzt zufrieden. Hypochlorit ist zu aggressiv und tötet die Embryonen zu oft ab.
Zitat von: Claus am 19.Okt.11 um 08:15 Uhr
Wie hast du denn die Samen desinfiziert, Erwin? Ich habe mich nach immer wiederkehrenden Teilverkeimungen auf eine Einheitsdesinfektion mit 3% H2O2 für 10 min durchgerungen. Damit bin ich jetzt zufrieden. Hypochlorit ist zu aggressiv und tötet die Embryonen zu oft ab.
ja, das mache ich auch so mit H2O2 bei der symbiotischen Aussaat.
Bei ganz versifftem Samen habe ich allerdings in Einzelfällen Pilzinfektionen, die vom Samen auf den Agar eingeschleppt wurden.
Man erkennt das im Frühstadium der Infektion, weil sie vom Samen kreisförmig wegwandert.
Die Kontaminationen stammen m.E. vom Samen (wohl 8 Minuten mit 0,7%ig NaOCl desinfiziert, aber dann 2 mal nachgespült-zumal ich keine NaOCl einbringen wollte habe ich damit natürlich das Kontaminationsrisiko auf mich genommen). Genau aus dem Grund (wie zuvor von Berthold angeführt) -des unterschiedlichen Keimungsverhaltens von Mischkulturen wegen- infiziere ich die Flaschen IMMER eine Woche VOR Saateinbringung bzw. Umlage. Das gibt dem Pilz einen Wachstumsvorsprung und begrenzt spätere Kontaminationsausbreitung normalerweise auf ein erträgliches (bis dato nicht funktionsminderndes) Maß.
Auch die Samen dürften ordentlich versifft gewesen sein. Jedenfalls bin ich schon gespannt...
Für den Fall, dass es genug Protokorme gibt, möchte ich auf 2 verschiedene Medien aufteilen:
1.) wie üblich 3g Hafer (standard) mit 1g Aktivkohle und
2.) 250mg Hefeextrakt (Omikron) + 40ml Kokoswasser (Alnatura) + 1g AK
Bei 1.) sind etwa 50mg N und 1,85g Stärke, bei
2.) etwa 25mg N sowie 1,92g Sucrose enthalten.
Knapp 3 Wochen nach der Aussaat sind nunmehr zahlreiche, leider jedoch erst etwa 0,5-1mm große Protokorme erkennbar, tw. mit den typischen Rhizoiden. Die zuvor beschriebenen Kontaminationen sind i.W. auf einzelne Plätze (zumindest optisch) eingedämmt und haben sich nicht weiter ausgebreitet.
Die Temperatur ist mittlerweile auf etwa 17°C gesunken.
Ein bisschen erinnert mich das langsame Wachstum an meine stets "verzögert" keimende Dactylorhiza maculata (wenngleich deren anschließendes Wachstum recht ordentlich war - Claus weiß wovon ich rede...).
In etwa einer Woche folgt das nächste Update, dann mit ersten Photos.
Stay tuned 4 more.....
Stand gut 4 Wochen nach der Aussaat:
im Wesentlichen kann ich von guter aber recht langsamer Keimung (bzw. Wachstum) berichten. Wenn ich vergleiche (mit Rasmussen S.86 und S.88) sieht es eigentlich nicht so schlecht aus (die hatte im besten Fall im Mittel knapp 1,5mm große Protokorme nach 6 Wochen, trotzdem jedoch nach 5 Monaten bis zu 10mm große Protokorme).
Was aber deutlich sichtbar wird, ist, dass die Protokorme nur sehr zögerlich Rhizoide entwickeln. Ich werde in etwa 2 Wochen umlegen auf 2 verschiedene Substrate (3g Hafer und 250mg Hefeextrakt+je 50mg CaNitratx4H2O, KDP, MgSulfatx7H2O+3g Zucker) und 3 Pilze (pro Substrat je 3 Flaschen B1 und A36 swie 2 Flaschen Q414).
Für die Keimung -das kann man jetzt schon sagen- hat sich der B1 absolut bewährt und hält (zumindest in den ersten 6 Wochen) mit Rasmussens besten Pilzen absolut mit. Gleichwohl scheint Platanthera bifolia grundsätzlich nicht so rasch zu wachsen wie beispielsweise Dacties.
Fotos kommen noch....
Zeit für ein Update:
Nach 6 Wochen habe ich vereinzelt, wie zuvor angegeben.
Das war schwierig, denn in Erwartung geringer Keimung habe ich wohl zu dicht ausgesät. Was folgte war absolute Massenkeimung. Praktisch alle Samen sind aufgegangen.
Bereits nach weiteren 3 Wochen lässt sich im Bezug auf die Pilze sagen, dass der B1 vorne liegt, wobei allerdings der A36 mit wohl merkbarem, jedoch vergleichsweise geringem Abstand folgt. Der Q414 scheint wirklich unbrauchbar zu sein.
Was die Medien betrifft, so sind die 3g (Instant-)Hafer (Alnatura) dem zusammengemixten Medium spürbar überlegen - mit jedem Pilz (außer dem Q414, er auf beiden nichts bewirkt)
Die größten Protokorme sind dzt. (nach 8 1/2 Wochen) knapp 4mm groß und haben eine etwa 2mm lange Triebspitze entwickelt (Stadium 3 nach Muir, 4 wäre dann mit Chlorophyllbildung und 5 mit entfalteten Blättern und sichtbaren Anzeichen von Wurzelbildung).
Da das Vereinzeln aufgrund der großen Dichte nicht so gut geklappt hat, werde ich in etwa 1 1/2 Wochen nochmals selektieren und umlegen (diesmal alles auf Hafer). Danach gibt es nochmal 6 Wochen Entwicklungszeit und dann geht es für 3 Monate ab in die Ruhephase. Ich hoffe auf etwa 6-8mm große Protokorme mit 4-5mm Triebspitze.
War das jetzt der neue B1?
@Claus: Ja!
Berthold bekommt bei der Aussaat auf den neuen B1 Schimmelnester rund um die Samen. Das kann doch nur daran liegen, dass die Samendesinfektion nicht ausreichend war. Berthold, wieviele Minuten und welche Konzentration? H2O2 oder Hypochlorit?
Bei mir ist das nicht passiert.
Zitat von: Claus am 01.Dez.11 um 14:45 Uhr
Berthold bekommt bei der Aussaat auf den neuen B1 Schimmelnester rund um die Samen. Das kann doch nur daran liegen, dass die Samendesinfektion nicht ausreichend war. Berthold, wieviele Minuten und welche Konzentration? H2O2 oder Hypochlorit?
Bei mir ist das nicht passiert.
Claus, keine richtigen Schimmelnester, sondern viele 1 mm Lufthyphen rund um jeden Samen.
Der Pilz frisst also mit Vergnügen die Testa auf.
Der Samen ist sicher sauber, da er sich in den Gläsern mit anderen Pilzen sauber verhält.
Er wird in 3% H2O2 10 Minuten gebleicht und dann offen 3 Stunden auf Küchenpapier zum trocknen ausgebreitet, dann in der Küchenluft unsteril ausgesät.
Ja, das habe ich auch schon beobachtet, dass der "neue B1" sich "luftiger" verhält als der alte B1, der eigentlich immer "brav" am Boden blieb und nur gelegentlich bei Zuckerüberschuss oder zu viel Stickstoff "abhob".
Ich habe heute mal sehr kritisch meine Kulturen auf dem neuen B1 betrachtet. Tatsache ist, dass der B1 neu beim Start auf dem Haferboden ein paar kurze Lufhyphen bildet. Das ist wahrscheinlich so, dass er zunächst in allen Raumrichtungen prüft, ob es da etwas zu fressen gibt. Da das in der Senkrechten nicht der Fall ist, zieht er diese Lufthyphen allmählich wieder ein. In der Natur muss er das ja auch tun, und auf meinen Holzsubstraten geht er ganz schnell in die Tiefe, wobei er auf dem Substrat flach liegende Hyphen bevotzugt anlegt, wenn es aber nicht anders geht, dann geht er auch durch die Luft.
Am 28.9.2011 habe ich Protokorme von Gymnadenia conopsea, die am 10.08.2011 schon auf dem B1 neu ausgesät waren auf uninfizierten Haferagar umgelegt. Das mache ich immer so oder meistens, weil die Sämlinge ja den Pilz mitbringen, und innerhalb von 3 Tagen ist die Agaroberfläche wieder mit Hyphen geschlossen.
Hier ist jetzt ein vergrößertes Foto diesere Sämlinge und auch der Agaroberfläche. In 3 Gläsern habe ich nicht eine einzige Lufthyphe beobachten können.
Wer meinen Vortrag auf dem Gartenorchideentag gehört hat weiß, dass symbiotische Aussaten genauso steril angelegt werden müssen wie asymbiotische. Gut, man kann einmal Glück haben, aber auf die Dauer kann man sich nicht darauf verlassen.
Ich muss noch einen Nachtrag zur bereits geschehenen 2. Umlage schreiben, die mittlerweile auch schon fast 2 Wochen her ist:
In den A36-Gläsern stockte die Weiterentwicklung nach kurzer Zeit komplett, es gab dort keine Triebspitzenentwicklung!
Am B1 entwickelten sich die Protokorme gut weiter (soferne sie entsprechend vereinzelt waren). Die größten waren 5-6mm groß und zeigten bereits eine 3-4mm lange Triebspitze.
Bemerkenswert fand ich, dass mein Alternativmedium in den letzten 10 Tagen vor der Umlage wieder aufholte, sodass ich geneigt bin folgende Annahme zu treffen:
1.) Der Stickstoff im Medium treibt offenbar die Geschwindigkeit der Entwicklung
2.) Der Zuckergehalt bestimmt die Dauer der Entwicklung
Beyrle folgend hat zuviel Stickstoff das Problem, dass der Pilz (zu aggressiv) von der Orchidee abgewehrt wird und sich Kompatibilitätsprobleme einstellen. Zuwenig Zucker bewirkt, dass sich der Pilz um eine alternative Kohlenstoffbeschaffung "umsieht" und im Zuge dessen beginnt, Zellulose -und damit die Biomasse der Orchidee- zu verstoffwechseln, also parasitiert. Gut ist: viel Zucker (oder Stärke) und (sehr) maßvoll Stickstoff.
Haferflocken enthalten relativ viel Stickstoff und -gemessen daran- relativ wenig an Stärke. Das erklärt das Parasitieren des Pilzes in jenen Fällen, in denen die Orchideen zu lange nicht umgelegt werden. Außerdem erklärt es wahrscheinlich, warum ein jüngst hier beschriebener Versuch mit Anacamptis morio in 1,5g Hafer+1,5g Zucker besser als erwartet lief.
Bleibt noch festzustellen, was denn in absoluten Zahlen gemessen "viel" Stickstoff ist. H. Rasmussens Buch folgend liegt die Wahrheit (das Optimum) bei 40-60mg N pro Liter, Beyrle folgend wären schon 10mg N pro Liter ausreichend, alles über 100mg zuviel. Indirekt wird das durch das gut funktionierende Haferflockenmedium bestätigt: 3g Haferflocken enthalten ziemlich genau 50mg N! Wollte man hier noch optimieren, müsste man noch etwas Stärke hinzufügen, sowie Aktivkohle und eine "Prise" Mineralsalze (nach Claus). Den Haferflockenanteil könnte man evt. auf 2-2,5g reduzieren.
Zurück zur Aussaat:
Die nun umgelegten Protokorme werden noch bis etwa 20.1. weiterlaufen, ehe es für 12 Wochen in die Winterruhe geht. Danach plane ich eine Teilung in
1.) eine Population, die in vitro nachgefüttert wird (nach Berthold) und
2.) eine Population, die auf vormykorrhiziertes, Toresa/Perlite-basiertes Substrat (nach Beyrle) in eine Obi-Kiste gesetzt wird.
...und jetzt gebe ich bis zur Einwinterung wieder Ruhe!
Was ich nach dem Umlegen immer wieder einmal beobachtet habe: Die Protokorme sehen nach einigen Tagen aus, als wollten sie sich verabschieden. Und dann bildet sich aus dem alten Protokorm heraus ein neues, schon an seiner hellen Farbe als gut wachsend erkennbar. Schließlich entsteht wie Phönix aus der Asche ein neuer Sämling, der dann auch weiter wächst, und die Reste des alten liegen sozusagen als Matsch daneben. Das passiert unabhängig davon, ob ich den infizierten Sämling auf eine sterile Haferagar-Oberfläche lege oder diese bereits mit dem Pilz vorinfiziert ist.
Problematisch kann das bei A. morio sein, wenn diese bereits Blätter ausgebildet haben. Dann kann es sein, dass die gesamte Pflanze parasitiert wird, erkennbar daran, dass sich Pilzhyphen auch über die Blätter ausbreiten.
Da die Protokorme in der ersten Phase ihrer Existenz Stärke in ihrem Körper ansammeln, sind sie natürlich ein spezielles Ziel für den Pilz, wenn der im Nährboden nicht mehr genügend Nährstoffe findet.
Zur Zeit erprobe ich ein Konzept, bei dem ich dem Pilz auf andere Weise wesentlich mehr Nährstoffe anbiete, ähnlich dem Konzept mit Holz als Nährstoffbasis.
Schließlich wäre noch zu erwähnen, dass diese diversen Pilze eine doch sehr unterschiedliche Spezifität bezüglich der einzelnen Gattungen und Arten aufweisen. Was mit der einen Art von der Keimung bis zum Auspikieren sehr gut gelingt, endet bei anderen Arten irgendwann auf dem Kompost, weil man nicht rechtzeitig auspikiert hat. A. morio ist so ein Beispiel. Ausgesät im August sollten die Pflänzchen schon im folgenden Februar, spätestens aber Anfang April auspikiert werden. Danach bewirkt eine längere Verweilzeit auf dem Pilzboden kein Wachstum mehr.
Lang ist es wieder her, seit ich zum letzten mal hier gepostet habe - Zeit für das letzte Update vor der Winterruhe UND jetzt auch mal ein paar Photos.
Die größten Protokorme sind gut 10mm groß, haben ansehnliche Triebspitzen, tw. Wurzelansätze und sind reif für die 12-wöchige Ruhephase, die sie ab Freitag antreten werden.
Man kann sagen: Platanthera bifolia hat sich auf dem B1 wirklich gut gemacht, der B1 braucht wirklich den Vergleich mit den Heldentaten des seinerzeitigen Wunderpilzes F414 aus Kew nicht zu scheuen. Ich bin überzeugt, dass die Pflanzen auch die letzte Etappe gut meistern werden - jedenfalls die Protokorme sehen vielversprechend aus.
...und noch ein paar Bilder
Ja, schauen sehr gut aus. :thumb :thumb
...und weiter geht's.
Nachdem sich die Triebspitzen zu strecken begonnen haben, wurde pikiert (Cocos/Kleintierstreu, imprägniert mit Flüssigdünger und Hefeextrakt).
Sie haben auch schon deutlich Chlorophyll gebildet und setzen -deutlich sichtbar- zum Blattaustrieb an.
Passend zum heutigen Tag daher unser österliches Suchbildrätsel: auf beigefügtem Bild verbergen sich 19 grüne Triebspitzen..... :-D
Noch etwas zur Substrat-Mischung:
2,5 Liter Substrat ergeben sich aus
100g Cocosfaser (fein, ungedüngt, gepresster Ziegel)
100g Kleintierstreu
Imprägnierung mit 1 Liter Leitungswasser, worin
2ml CompoComplete und
1g Hefeextrakt
beigefügt sind.
Zuerst wird die Imprägnierungslösung bis zum Sieden erwärmt und dann über das Streu gegossen. Nach etwa 3-4 Minuten wird das Streu ausgedrückt und die Restlösung über den Cocosfaserziegel gekippt. Danach die gequollene Cocosfaser und das imprägnierte Kleintierstreu miteinander zu einer möglichst gleichmäßigen Masse vermischen und anschließend 40 Minuten autoklavieren.
Nach dem Auskühlen wurde die Mischung mit B1-Brut auf Basis von Perlite infiziert (250ml Brut auf 2,5l Medium).
Die Herstellung der Brut folgt einer Idee von Dr. Beyrle:
2l Perlite werden mit
500ml Leitungswasser, in dem 10g Instant-Haferflocken und 2g Hefeextrakt beigesetzt sind, gut vermengt, danach in 650ml Einsiedegläser abgefüllt und 30 Minuten autoklaviert.
Nach dem Auskühlen wird das so hergestellte Brutsubstrat unter sterilen Bedingungen aus einer B1-Reinkultur infiziert und etwa 3 Monate gelagert, während der Pilz in dieser Zeit das Substrat durchzieht und seine Biomasse vervielfacht.
Mit der so gewonnenen Brut kann man dann auch unter nicht-sterilen Bedingungen Infektionen in z.B. gärtnerischen Substraten setzen. Das von Dr. Beyrle empfohlene Mischungsverhältnis beträgt 1:10, hängt jedoch von vielen Faktoren ab.
Wenn das zu infizierende Medium keimarm oder gar keimfrei sein sollte, reicht m.E. auch 1:20-1:30. Die Infektion sollte v.a. oberflächennah gesetzt werden (also die Brut nicht tief unterheben, sondern auf das Medium kippen und nur recht oberflächlich in den oberen 3-5cm etwas verrühren).
Erwin, meinst Du denn, dass der B1 überhaupt noch Einfluss hat bei den etwas grösseren Sämlingen wie Du sie in Deinem Beitrag vom 8. April zeigst.
Die Sämlinge sehen zweifellos top gesund aus aber ich weiss garnicht, ob sie in ihrer weiteren Entwicklung überhaupt noch von B1 gefördert werden.
Ich habe asymbiotisch ausgesäte Sämlinge, die sich völlig ohne B1 nach dem Pikieren ordentlich weiter entwickeln.
Beyrle hatte seine Versuche gemacht, um Dactylorhiza in der Natur langfristig anzusiedeln. Dafür sind sicherlich irgendwelche Mykorrhizapilze im Boden erforderlich. Aber ist es der B1?
Ich glaube Beyrle hatte den Pilz am Naturstandort eingefangen und dann weiter gepflegt.
Roman hatte mir ja vor seiner Abreise die von ihm aus Cypripedien isolierten Pilze sozusagen vor die Haustür gestellt. Ich habe auf alle 11 Pilze jeweils 3 Protokorme von Cyp. reginae gesetzt und außerdem jeweils Himantoglossum hircinum, Gymnadenia conopsea und Cyp. calceolus ausgesät.
Die Pilze sind von sehr unterschiedlicher Natur, zum Teil wuchern sie wild, zum Teil war auch noch Schimmel darin verborgen, die habe ich ausgesondert, zum Teil sind sie ausgesprochen mickrig im Wuchs.
Ein Teil der Protokorme hat noch überlebt, aber keinerlei Entwicklung gezeigt, die meisten sind gestorben. Gekeimt haben lediglich Gymnadenia in 2 Gläsern, aber die gedeihen auf B1 deutlich besser.
Was ich damit sagen will: Die Art der Pilze ist offensichtlich sehr, sehr unterschiedlich, und nur extrem wenige sind geeignet zur Aufzucht von Erdorchideen. Der B1 scheint ein solcher Glücksfall zu sein, wobei der neue B1 noch besser zu sein scheint. Noch besser ist dann wohl nur noch der A36, jedenfalls was die Wüchsigkeit der Sämlinge betrifft.
Ich bin aber noch auf keinen Pilz getroffen, der grundsätzlich andere als die uns bekannten Gattungen keimt, insbesondere keine Ophrys, echte Orchis und Cypripedien. Dass dieses Thema so schwierig ist, zeigt auch die Tatsache, dass keiner der von Roman aus Cypripedien isolierten Pilze Cypripedien keimen lässt.
Soll ich die nun alle wegschmeißen?
Zitat von: Claus am 12.Apr.12 um 13:44 Uhr
Soll ich die nun alle wegschmeißen?
nein, auf keinen Fall.
Wir brauchen ja nicht nur Pilze, die den Samen keimen, sondern auch welche, die die adulten Pflanzen vor Infektionen schützen. Und das sind zwei ganz verschiedene Baustellen.
Wir können immer noch lange nicht z. B. Cephalanthera damasonium (oder Selenipedium) im Topf über ein Jahr am Leben halten.
Um die zweite Baustelle haben wir uns noch überhaupt nicht richtig gekümmert. Ich habe mal Tests mit verschiedenen Ständerpilzen aus dem Garten gemacht.
Stanislav testet jetzt den Austernseitling.
Claus, für diese Zwecke könnten Romans Pilze hervorragend geeignet sein, wenn man Glück hat.
Zitat von: Berthold am 12.Apr.12 um 12:24 Uhr
Erwin, meinst Du denn, dass der B1 überhaupt noch Einfluss hat bei den etwas grösseren Sämlingen wie Du sie in Deinem Beitrag vom 8. April zeigst.
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Die Sämlinge sehen zweifellos top gesund aus aber ich weiss garnicht, ob sie in ihrer weiteren Entwicklung überhaupt noch von B1 gefördert werden.
Ich habe asymbiotisch ausgesäte Sämlinge, die sich völlig ohne B1 nach dem Pikieren ordentlich weiter entwickeln.
....
Berthold,
das ist eine sehr interessante Frage, wenngleich ich nicht recht weiß, wie Du das meinst: meinst Du den Vergleich der Performance zwischen 2 gleich gut aussehenden Sämlingen im gezeigten Stadium, wobei einer symbiotisch und der andere asymbiotisch gezogen wurde oder meinst Du einen Vergleich 2er symbiotischer Sämlinge, wobei bei einem der B1 abgetötet wird und beim anderen nicht.
Das einzige, das ich mich schon zu sagen traue ist, dass der Kompatibilitätsbottleneck zwischen Pilz und Sämling zeitlich schon einigermaßen überschritten scheint (vielleicht meinst Du ja auch das) und von daher das Experiment P. bifolia auf B1 eigentlich als erfolgreich zu werten wäre (also es funktioniert), denn wenn jetzt noch was schief ginge, läge es sehr wahrscheinlich NICHT an einer Inkompatibilität des Pilzes mit der Orchideen-Spezies.
Ich fände das aber schade, denn um etwas wirklich Vergleichbares zu haben mit symbiotischen Aussaaten muss ich schon bis zum Ende der InVitro-Phase weitermachen. Es geht ja nicht nur um die Frage der Kompatibilität, sondern um die Gesamt-Performance des B1 im Bezug auf die Anzucht bestimmter Orchideenspezies. Ansonsten hätten wir ja nicht vor einigen Jahren begonnen selbige mit Schulnoten zu raten sondern nur mit Ja oder Nein.
Meinst Du nicht?
Zitat von: winwen am 12.Apr.12 um 15:37 Uhr
Es geht ja nicht nur um die Frage der Kompatibilität, sondern um die Gesamt-Performance des B1 im Bezug auf die Anzucht bestimmter Orchideenspezies.
Richtig. Ich wollte nur andeuten, dass der B1 möglicherweise ab einem gewissen Alter der Pflanze ausserhalb des Glases keinen positiven Einfluss mehr auf die Pflanze nehmen kann. Dass aber in dieser Lebensphase vielleicht andere Pilze wichtig werden, die ihrerseits aber den Samen nicht keimen können.
Ja, das ist so.
Ich habe dazu vor kurzem ein Paper im Netz gefunden (werde versuchen den Link wiederzufinden und einzustellen), bei dem es um die Frage des Kompatibilitätsbottlenecks zwischen Orchidee und Pilz ging. Dabei wurde festgestellt, dass weder die Keimungsphase noch die adulte Pflanze zeitlich betrachtet diesen Flaschenhals definieren, sondern genau die Zeit dazwischen.
Sobald die Pflanze grüne Teile und Wurzeln hat könnte sie autark leben. Auch zum Keimen brauchen manche nichteinmal einen Pilz geschweige denn ein besonderes Nährmedium. Aber die Entwicklung dazwischen ist sehr spezifisch.
Die bei adulten Pflanzen gefundenen Pilze waren eine Übermenge jener Pilze, die bei den, sich entwickelnden Pflanzen isoliert wurden und diese wiederum hatten nur geringe Überdeckung mit den Keimungspilzen.
Zitat von: Claus am 12.Apr.12 um 13:44 Uhr
Ich bin aber noch auf keinen Pilz getroffen, der grundsätzlich andere als die uns bekannten Gattungen keimt, insbesondere keine Ophrys, echte Orchis und Cypripedien. Dass dieses Thema so schwierig ist, zeigt auch die Tatsache, dass keiner der von Roman aus Cypripedien isolierten Pilze Cypripedien keimen lässt.
Claus, ich befürchte das neben den genannten Gattungen auch A.pyramidalis nicht zur Keimung zu bringen war oder hattest Du da irgendeinen Erfolg?
Hier geht ja um Keimung und Entwicklung von Plat.bifolia. Hat von Euch jemand mal Pl.chlorantha auf B1 zur Keimung gebracht?
Zitat von: Uhu am 15.Apr.12 um 15:31 Uhr
Hier geht ja um Keimung und Entwicklung von Plat.bifolia. Hat von Euch jemand mal Pl.chlorantha auf B1 zur Keimung gebracht?
ich habe mit Plat. chlorantha Misserfoge gehabt, aber das lag wahrscheinlich an einem verunreingten Pilz, denn wenn Plat. bifolia keimt,
muss Plat. chlorantha auch keinmen. Davon bin ich fest überzeugt.
Ich hatte auch 1x ohne Erfolg ausgesät. Das war aber in den Anfängen, eine meiner ersten Aussaaten auf B1. Da können auch andere Gründe zum Misserfolg geführt habe. Werde dieses Jahr nochmal einen Versuch starten. Ich hoffe es tritt hier kein "pyramidalis-Effekt" auf.
A. pyramidalis hatte ich mehrfach mit B1 versucht zum Keimen zu bringen, in keinem Fall hat das geklappt. Ich habe schon einmal vermutet, dass pyramidalis gar keine Anacamptis ist und dass der Pilz es eben besser weiß als die Namensgeber.
Im Gegensatz zu Pl. bifolia keimte chlorantha bei mir auch nie.
Das ist eine wirklich, wirklich interessante Frage.
Ohne es gemacht zu haben, würde ich das wie Berthold sehen. Zumindest vom genetischen her sollte es nichts geben, was dagegen spricht. Aufgrund von DNA-Analysen konnte man bis etwa 2000 nichteinmal einen genetischen Unterschied zw. bifolia und chlorantha festmachen, der die beiden unterschieden hätte. Vom Phänotyp her ist die Sache jedoch klar. Der kleine Unterschied der auseinanderstehenden Pollinien bewirkt angeblich sogar unterschiedliche Bestäuber. Vielleicht in der Folge auch leicht unterschiedliche Standorte/Blütezeit und im Endeffekt auch einen gewissen Evolutionsdruck, sich eventuell anderen Symbionten zuwenden zu müssen. Gewissermaßen eine Art evolutionärer Dominoeffekt.
Wie auch immer: Im Bereich Platanthera/Habenaria bin ich sicher, dass sich noch zahlreiche Spezies mit dem B1 vermehren lassen. Dieter hat seinerzeit Habenaria dentata erfolgreich auf B1 gezogen. Mit etwas Glück ist heuer P. metabifolia dran, auch P. japonica wäre interessant - vorausgesetzt, ich komme an Samen.
Im Übrigen: was Anacamptis pyramidalis betrifft, hat Claus grundsätzlich recht: http://sfo.normandie.free.fr/pdf/JEO40-3-501.pdf besagt, dass die Tatsache, dass A. pyramidalis noch bei Anacamptis ist, weniger genetische Gründe hat, als mehr formale. So, wie ich es verstanden habe, scheint die gepflogene vorgegebene Art, immer baumartige Strukturen hervorbringen zu müssen, dazu zu führen, dass bestimmten genetischen Fakten nicht hinreichend Rechnung getragen werden kann. Dadurch kommt es u.U. zu Zuordnungen, die die saubere Baumstruktur wohl erhalten, jedoch genetischen Zusammenhänge verfälschen.
So, wie es im Artikel dargestellt wird, kommt es dem, was der B1 "sieht" schon erstaunlich nahe (von P. chlorantha mal abgesehen) ;-)
Ein kurzes Update....
Vor 9 Wochen wurde auspikiert, jetzt sieht es so aus, wie am Bild dargestellt.
Zur seinerzeitigen Frage von Berthold (ob in so fortgeschrittenem Protokormstadium der B1 überhaupt noch einen positiven Einfluss haben kann auf die weitere Entwicklung der Sämlinge) würde ich vorschlagen, dass ich dies bei meinen heurigen Aussaaten überprüfen werde, indem ich von einer bestimmten Spezies (Vorschlag: Dactylorhiza maculata) einen Teil so auspikieren werde wie hier gezeigt und einen anderen Teil mit gleicher Imprägnierungslösung in reines (doppelt gesiebtes) Perlite.
Im Perlite gäbe es dann keinerlei Kohlenstoffquelle (außer dem CO2 der Luft, das der Pilz aber nicht assimilieren kann mangels Chlorophyll und den Orchideen selbst), sodass der Pilz nur auf Kosten der Orchideen wachsen könnte - also: die Orchidee vom Pilz nicht profitieren kann. Wenn die Sämlinge annähernd gleich gutes Wachstum zeigen wie im anderen (holzbasierten) Substrat, halte ich Bertholds These für bewiesen. Wenn nicht, so ist klar, dass eine Kohlenstoffquelle im Substrat erforderlich ist, zumindest um den Pilz "bei Laune" zu halten.
Wie wär's, Berthold?
Zitat von: winwen am 11.Jun.12 um 12:51 Uhr
Wie wär's, Berthold?
Wie verhaelt sich der B1, wenn er keine Zellulose oder Staerke mehr im Substrat findet? Stirbt er ab, schaedigt er sogar die Orchidee oder konkurriert er mit der Orchidee um die anorganischen Naehrstoffe im Substrat?
Was ist denn der Grund für das mittelfristige Absterben der Sämlinge auf B1, wenn sie nicht rechtzeitig umgelegt werden?
Der Haferagar enthält ja nur ca. 1/8 der Nährstoffe im Vergleich zu asymbiotischem Nährboden mit 20 g/l Zucker. Also ist die Haferstärke durch den Pilz rasch verbraucht. Das kann man nur mit einem Trick verhindern, wenn man sehr viel Nährboden vorlegt und somit die Schichtdicke größer ist als der Pilz eindringen kann. Er kann es wegen Sauerstoffmangels in der Tiefe nicht. Aber Pilzenzyme dringen wegen ihrer geringeren Größe in die Tiefe vor, spalten dort die Stärke, und der gebildete Zucker diffundiert allmählich auch in die oberen Bereiche bzw. ernährt direkt die Sämlinge, falls sie mit ihren Wurzeln inzwischen diese Tiefe erreicht haben. So gelingt es oft, Sämlinge ohne Umlegen bis zum Auspikieren zu kultivieren. Ich hatte eine D. praetermissa 4 Jahre in einem hohen Glas gehalten und habe sie nur deshalb heraus genommen, weil die immer größer werdenden Blätter gegen den Deckel stießen. Die Nährstoffe wurden offenbar von der immer größer werdenden Rübe recycelt. Aber der Pilz lebte immer noch und war vermehrungsfähig.
Was passiert im Normalfall? Der Pilz hat dann nach 6 oder 8 Wochen - je nach Temperatur - die vorhandene Stärke verbraucht. Der Sämling aber hat in seinem Protokorm inzwischen Stärke angesammelt - das ist ja bewiesen worden. Der Sämling ist ja aber nur ein Nebenprodukt bei der Vermehrung des Pilzes, es ist sicher nicht Absicht des Pilzes, nebenbei so ein paar Parasiten zu ernähren.
Sobald Stärke bzw. Zucker verbraucht sind, muss das Wachstum des Sämlings stoppen, d.h. er erhält keine Nährstoffe mehr, allenfalls der Abfall der Pilzvermehrung reicht noch für einige Zeit. Manchmal überleben einige wenige Sämlinge auch nach langer Zeit noch in ,,vergessenen" Gläsern. Aber sie bleiben in schlechtem Zustand, selbst wenn man sie noch einmal umlegt.
Die Aktivität des Pilzes richtet sich dann auf die Stärke in den Protokormen, und da die Sämlinge nicht mehr ernährt werden ist der Widerstand kurz, sie werden parasitiert.
So jedenfalls ist meine Vorstellung.
Auch wenn keine Nährstoffe mehr im Boden sind stirbt der Pilz nicht ab. Zumindest im Kühlschrank überlebt der B1 mehr als 3 Jahre auf 5 ml Hafernährboden im Reagenzglas.
Nachdem ich also vor ziemlich genau 11 Monaten diesen Thread begonnen hatte mit der Absicht zu überprüfen, ob der B1 Platanthera bifolia bis zur Pikierfähigkeit fördert, möchte ich nun zum Schluss die Ernte präsentieren.
Ich denke, man kann sagen: P. bifolia geht wirklich sehr gut mit dem B1.
Vielleicht noch eine Anmerkung zu der zuletzt entstandenen Diskussion, wieviel der B1 eigentlich noch zur Wohlfahrt der Orchideen beiträgt, nachdem sie -als Großprotokorme- pikiert worden sind:
Vielleicht am Anfang, nach dem Austrieb hilft er noch etwas. Später dann -und das sieht man deutlich an der Größe der Rüben jener Pflanzen, die ihr Grün aufgrund von Infektionen zu früh verloren haben- trägt er wahrscheinlich kaum mehr etwas bei.
Leider haben Pilzinfektionen das Grün einiger Pflanzen erfolgreich angegriffen. Ich würde gerne nächstes Jahr, wenn es wieder so einen Thread (dann allerdings mit Platanthera metabifolia und Dactylorhiza aristata) geben wird, versuchen, die Pflanzen gleich in einem nicht geschlossenen oder mit Plastiksackerl behaubten Gefäß austreiben zu lassen, nachdem die pikierten Protokorme den Winter am Fuße einer überdachten Kellertreppe nicht frostfrei, jedoch bei gedämpften Minustemperaturen verbracht haben.
Eine Bemerkung noch: ich denke, das Pikiersubstrat ist wirklich OK. Evt. werde ich nächstes Jahr (so, wie Dr. Beyerle) eine Mischung aus 40% Perlite und 60% Toresa Protect versuchen (75% Holzfaser 25% Grüngutkompost).
Anbei 2 Bilder: die 11 Monate alten Platantheren und - zum Größenvergleich: 12 Monate alte Dactylorhiza maculata, ebenfalls aus eigener Aussaat.
Da kann man wirklich nicht meckern. Herzlichen Glückwunsch.
Ich habe nach dem Auspikieren auch häufig Pilzinfektionen der Blätter und will versuchen, diese mit 0,15% Previcur vorbeugend zu spritzen.Ob das auch im Freiland funktioniert?
Vielen Dank, Claus!
Ja, ich hoffe inständig, dass es gelingt, diese Pilzinfektionen mit pragmatischen Mitteln in den Griff zu bekommen. Insbesondere deshalb, da die Alternative zum frühzeitigen Auspikieren ins Obi-Beet bei symbiotischen Kulturen, nämlich bis zur 2. Winterruhe im sterilen Glas zu belassen, doch deutlich aufwändiger ist und die Rüben eigentlich nicht noch größer werden könnten, als sie es so schon sind.
Zitat von: winwen am 06.Sep.12 um 10:45 Uhr
Vielen Dank, Claus!
Ja, ich hoffe inständig, dass es gelingt, diese Pilzinfektionen mit pragmatischen Mitteln in den Griff zu bekommen. Insbesondere deshalb, da die Alternative zum frühzeitigen Auspikieren ins Obi-Beet bei symbiotischen Kulturen, nämlich bis zur 2. Winterruhe im sterilen Glas zu belassen, doch deutlich aufwändiger ist und die Rüben eigentlich nicht noch größer werden könnten, als sie es so schon sind.
Gesagt-getan:
Die Pflänzchen der letzten Aussaat (Oktober 2012 - allesamt noch OHNE Grün) wurden allesamt VOR der Winterruhe in ein Obibeet pikiert und mit Deckel verschlossen überwintert. Vor dem Austrieb (Anfang April) wurde der Deckel entfernt, sodass die ersten grünen Blätter gleich ins Feie wuchsen.
Das Ergebnis ist wesentlich besser: 91 von 92 Pflänzchen sind ausgetrieben, bisher keine Infektionen (da kein Kondenswasser im Obibeet). Es sind auch keinerlei Blätter vertrocknet (so, wie dies der Fall ist, wenn die Blätter im geschlossenen Obibeet austreiben und selbiges nachher geöffnet wird).
Ich schließe daraus, dass -bei geschicktem Timing der Winterruhe- bei nicht wintergrünen Arten kein Schutz der Pflanzen vor Vertrocknung unmittelbar nach dem Austrieb notwendig ist.
letztes Jahr hab ich relativ spät eine Aussaat von Pl. bifolia gemacht. Später hatte ich keine Zeit mehr mich drum zu kümmern und die Gläser an einem kalten absonnigen Fenster vergessen. Einige haben den Sommmer überlebt und bringen Neutriebe für die nächste Saison. Wenn sie den Winter überleben werde ich im März/April in Substrat pikieren.