Zitat von: Berthold am 10.Mai.11 um 21:42 Uhr
Einen Monat nach der Bestäubung. Leider ist der Zettel vernichtet, auf dem vermerkt war, welche Blüte mit welchen Pollen bestäubt war, javanica oder Eigenpollen
(http://farm3.static.flickr.com/2142/5707537837_de79347ebb_b.jpg)
Du solltest den Unterschied später an der Kapselgröße erkennen können. Ich habe das schon bei mehreren Kreuzungsversuchen bei Phalaenopsis bemerkt, das der Pollen die Kapselgröße beeinflusst. Ganz aktuell bei mir eine philippinensis x philippinensis hat nach 5 Wochen eine ausgewachsene Kapsel von ca. 8cm, eine philippinensis x andere NF hat eine 5cm große Kapsel welche konisch geformt ist.
Zitat von: Phalifan am 12.Mai.11 um 08:14 Uhr
Du solltest den Unterschied später an der Kapselgröße erkennen können.
Mike, dazu müsste ich aber wissen, welcher Pollen zu einer besseren Befruchtung führt, ob der eigene oder der fremde.
Gut befruchtete Pflanzen bilden meist merklich grössere Kapseln aus als spärlich befrüchtetet. Das kenn ich vom Selbsten fast selbssteriler Ophrys.
Hast Du eine Vermutung, wie verträglich sich javanica mit parishii kreuzt und wie stark selbstfertil parishii ist?
Also parishii ist ein Fall für sich. Ich habe jetzt die letzten zwei Jahre parishii bestäubt. Im Pool waren 3 Pflanzen. Eine adulde von Röllke (#1), eine adulde eines Freundes (#2) und eine gelabelte Hybride welche aber eine parishii ist (Röllke, #3).
Als erstes habe ich parishii #1 mit Pollen von #2 bestäubt. Pollen hatte ich einen Tag vorher abgeholt. Keine Bestäubung erfolgreich. Eine Selbstung der #1 ebenfalls nicht. Dann hab ich mir die #2 zu mir ins GWH geholt, so dass der Pollen immer frisch ist und hab das in verschiedensten Entwicklungstadien der Blüten versucht, aber ohne Erfolg. Die #3 war da noch zu zart. Im vorrigen Jahr hab ich dann die #1 mit der #3 mit je 2 Blüten über kreuz bestäubt. An Pflanze #1 wuchsen echte Minikapseln, von der ich die erste abgeknippen hatte. An Pflanze #3 wuchsen zwei größere Kapseln, von der ich nach 6 Monaten eine erste erntete und grün säte. Leider beim sterilisieren wohl doch noch eine Rille übersehen und der Boden ist dann verpilzt. Die zweite Kapsel habe ich dann nach 10 Monaten grün gesät, der Samen quoll, ergrünte aber nicht. In einer Ecke kam dann ein grauer Pilz ins Glas, was mich zum Umlegen zwang. Leider habe ich wohl ein paar Sporen mit eingeschleppt, so dass nach 14 Tagen alles wieder grau war. Was für ein Elend.
Ich werde das in zwei Jahren wieder angehen, da habe ich dann noch mehr adulde Pflanzen zur Verfügung. (3 weitere Erstblüher haben sich dieses Jahr gezeigt)
Vorriges Jahr hatte ich eine mariae geselbstet und eine mariae mit amabilis-Pollen belegt. Die mariae-Kapsel blieb recht kurz mit 3,5cm und hatte nur wenige Samen drin, die auch nicht keimten. Die Kapsel mit der amabilis wurde dafür mind. 6cm lang, hatte aber keine Samen drin.
Auch weitere Versuche an der parishii vor 4 Jahren brachte ähnliche Ergebnisse. Die Kreuzungspartner damals müsste ich nachschlagen falls es von Interesse ist.
Zitat von: Phalifan am 12.Mai.11 um 13:13 Uhr
Auch weitere Versuche an der parishii vor 4 Jahren brachte ähnliche Ergebnisse. Die Kreuzungspartner damals müsste ich nachschlagen falls es von Interesse ist.
Mike, mit anderen Worten, es ist Dir bisher nicht gelungen, parishii mit anderen Arten zu bestäuben und keimfähigen Sämen zu produzieren, richtig?
Eine parishii/parishii Bestäubung war auch nicht erfolgreich.
Kann man ausschliessen, dass die beiden Pflanzen geklont waren und Du deshalb geselbstest hast?
Ich kenn mich mit der Herkunft dieser Art auf dem deutschen Markt bisher nicht aus.
Kann es sein, dass die Art nur ein kleines Zeitfenster für die erfolgreiche Bestäubung bezüglich Pollen und Narbe besitzt?
Für meine Pflanzen kann ich ausschliessen, dass es Meristeme sind. Wie fertil die Samen bisher waren ist gerade eine Unbekannte bei mir, da in letzter Zeit bis auf Ausnahmen alle Phalaenopsissamen nicht keimten, viele aber gequollen sind. Ein Beispiel ist eine lobbii-Aussaat, bei der ich am Glasrand nach 10 Wochen einige Miniprotokorme mit grüner Farbe entdecke, auf dem Boden aber alle blass sind. Habe schon mit unterschiedlichen Salzkonzentrationen probiert, auch die Zusammensetzung des Knudson variiert, aber bisher ohne Erfolg. Weitere Versuche mit Zusatz von Birkenblutungssaft ohne Aktivkohle laufen gerade, aber auch hier sieht es nicht sehr rosig nach 4 Wochen aus. Sollten so viele Samen steril sein?
Diese Probleme habe ich aber nur bei den Phalis. Andere Gattungen gehen recht gut bis einfach.
(Kopiert Ihr das mal bitte in den Aussaatbereich, da passt es besser hin)
Zitat von: Phalifan am 12.Mai.11 um 16:25 Uhr
Ein Beispiel ist eine lobbii-Aussaat, bei der ich am Glasrand nach 10 Wochen einige Miniprotokorme mit grüner Farbe entdecke, auf dem Boden aber alle blass sind. Habe schon mit unterschiedlichen Salzkonzentrationen probiert, auch die Zusammensetzung des Knudson variiert, aber bisher ohne Erfolg. Weitere Versuche mit Zusatz von Birkenblutungssaft ohne Aktivkohle laufen gerade, aber auch hier sieht es nicht sehr rosig nach 4 Wochen aus. Sollten so viele Samen steril sein?
Diese Probleme habe ich aber nur bei den Phalis. Andere Gattungen gehen recht gut bis einfach.
Ich hatte das Problem auch bei Phals und Steinlaelien, habe es aber darauf zurück geführt, dass ich Boden ohne Ammoniumnitrat benutzt habe, als nur mit organischem Stickstoff als Dünger, wie wir ihn für die meisten Erdorchideen verwenden.
Ob das stimmt weiss ich jedoch nicht.
Zitat von: Phalifan am 12.Mai.11 um 16:25 Uhr
Ein Beispiel ist eine lobbii-Aussaat, bei der ich am Glasrand nach 10 Wochen einige Miniprotokorme mit grüner Farbe entdecke, auf dem Boden aber alle blass sind.
Das klingt doch nach zuviel von irgendwas im Nährboden, denn am Rand des Glases dürfte sich Kondenswasser sammeln (zumindest ist das bei mir so) und die Inhaltsstoffe des Nährbodens werden verdünnt.
Zitat von: Solanum am 12.Mai.11 um 20:12 Uhr
Zitat von: Phalifan am 12.Mai.11 um 16:25 Uhr
Ein Beispiel ist eine lobbii-Aussaat, bei der ich am Glasrand nach 10 Wochen einige Miniprotokorme mit grüner Farbe entdecke, auf dem Boden aber alle blass sind.
Das klingt doch nach zuviel von irgendwas im Nährboden, denn am Rand des Glases dürfte sich Kondenswasser sammeln (zumindest ist das bei mir so) und die Inhaltsstoffe des Nährbodens werden verdünnt.
ein feiner Hinweis :yes
Aber bei meinen Samen war es sowohl oben am Rand mit Kondenswasser als auch unten im Nährboden der gleiche Effekt, zunächst Grünfärbung der Mikro-Protokorme (ca. 800 µm) und dann verbleichen und abschlaffen.
Berthold,
was wir heute am Telefon diskutierten, nämlich fehlendes Ammoniumnitrat im Nährboden, ist hier ausgeschlossen. Der Knudson-Boden enthält Calciumnitrat und Ammoniumsulfat. In Lösung spielt das keine Rolle, weil nur die Ionen bestimmend sind, und da sind NH4+ und NO3- drin.
Zitat von: Claus am 12.Mai.11 um 22:57 Uhr
Berthold,
was wir heute am Telefon diskutierten, nämlich fehlendes Ammoniumnitrat im Nährboden, ist hier ausgeschlossen. Der Knudson-Boden enthält Calciumnitrat und Ammoniumsulfat. In Lösung spielt das keine Rolle, weil nur die Ionen bestimmend sind, und da sind NH4+ und NO3- drin.
Schade, dann sind es mehrere Effekte, die die Entwicklung der Protokorme verhindern, wie zu befürchten war.
Zitat von: Berthold am 12.Mai.11 um 20:31 Uhr
Aber bei meinen Samen war es sowohl oben am Rand mit Kondenswasser als auch unten im Nährboden der gleiche Effekt, zunächst Grünfärbung der Mikro-Protokorme (ca. 800 µm) und dann verbleichen und abschlaffen.
Ich hab nicht behauptet, daß Protokorm-Verbleichen immer denselben Grund hat. Sterben ist eine ziemlich unspezifische Reaktion, da kommen einige Gründe in Frage :whistle
Zitat von: Solanum am 12.Mai.11 um 23:16 Uhr
Ich hab nicht behauptet, daß Protokorm-Verbleichen immer denselben Grund hat.
Ich habe auch nicht behauptet, dass Du das behauptet hast. Ich habe quasi nur bestätigt, dass es mehrere Gründe gibt.
Ich habe Deinen Hinweis mit dem Kondenswasser sogar gelobt :yes, was
ich nur selten mache. Ist Dir das aufgefallen?
Ja, ist ungewöhnlich genug.
Zitat von: Solanum am 12.Mai.11 um 20:12 Uhr
Das klingt doch nach zuviel von irgendwas im Nährboden, denn am Rand des Glases dürfte sich Kondenswasser sammeln (zumindest ist das bei mir so) und die Inhaltsstoffe des Nährbodens werden verdünnt.
Genau das waren auch meine Gedankegänge. Ursprünglich hatte ich den Knudson von Duchefa und selbst gemischten verwendet und zur Aussaat mit 1,8g/L angesetzt. Mit der Konzentration konnte ich problemlos Hybriden, Phal. schilleriana und Phal. bastianii anziehen. Dann begannen die nichtkeimenden Versuche und ich setzte die Aussaatböden auf 1,5g/L herunter. Mal kamen 30g Banane mal keine in den Boden. Einiges keimte, das meiste nicht. Phal. gigantea wuchs mit 1,5g Knudson eher schlecht als recht, neigte stark zur Phenolbildung, was mich wieder dazu veranlasste den Bananenanteil zu erhöhen. Viel Verbesserung brachte dies aber auch nicht. Hab die dann bei 1cm Blattlänge notpikiert um zu sehen, ob die sich im Sphagnum fangen, aber dieses Saatgut/Pflanzen machen der gigantea alle Ehre.
Phal. bastianii kam mit den 1,8g/L nun wieder besser klar, als mit 1,5g/L. Die ersten Pflanzen sind nun pikiert und wachsen gut an.
Aber zurück zur Aussaat. Habe gestern abend mal wieder die Aussaatgläser durchgeschaut. Phal. lobbii keimt am Glasrand mit max. 10 Protokormen, thailandica grün gesät garnicht. Dann hatte ich ja die Böden mit Birkenblutungssaft (300g/Liter) und nur 1,5g Knudson/L angesetzt. Phal. cornu cervi ohne Reaktion, Phal. zebrina-Hybride mit leicht gequollenen Samen, Phal. schilleriana keine Reaktion, Phal. mannii mit gequollenen Samen und einem ersten grünen Protokorm.
Zur Keimqualität der Samen muss ich noch anfügen, dass die schilleriana nun schon 10 Monate und die zebrina-Hybride 5 Monate im Frost waren. Mir wurde einmal von einem Labor berichtet, dass Phalaenopsis-Samen im Frostfach nicht lange überleben. Ich glaube da ist was wahres dran.
Momentan habe ich reichlich Samen aus einer Phal. sumatrana Kapsel frisch gerntet und eine Portion erst mal zur Sicherheit in ein Labor geschickt. Damit werde ich nun aber auch selber Versuche starten, ob die mit dem Blutungssaft keimen.