Hallo,
nach dem ich mich lange nicht mehr mit der Aussaat von Erdorchideen beschäftigt habe, habe ich dieses Jahr mal wieder meine Symbiosepilzproben aus dem Kühlschrank gekramt und habe ein paar Aussaaten gemacht. Da ich momentan keine Sterilbank habe werd ich auch erst mal bei der symbiotischen Vermehrung bleiben.
Ausgesät wurde auf B1, Sterilisation je 15min mit Wasserstoffperoxid 3%ig, nachgespült mit sterilem destilliertem Wasser und anschließend getrocknet. Die Samen waren alle noch von früher, also alle mindestens von 2011 oder älter. Ausgesät wurden am 11.9.16 die folgenden Arten, dahinter Datum der Keimung und in Schulnoten wie gut diese erfolgte, sowie Alter der Samen, wenn noch bekannt.
- Anacamptis boryi, 25.09.2016, 1
- Anacamptis fragrans, 25.09.2016, 1, zwei unterschiedliche Herkünfte
- Anacamptis morio, 25.09.2016, 1, zwei unterschiedliche Herkünfte, eine Ernte 2011
- Anacamptis papilionacea, 25.09.2016, 1, Ernte 2011
- Anacamptis elegans, 12.10.2016, 4, drei Herkünfte, eine keimte gar nicht (Ernte 2010), die andern beiden erst recht zögerlich, es gibt bis jetzt Nachkeimungen, die Entwicklung ist aber sehr schnell
- Anacamptis palustris, 12.10.2016, 5-, erst nur ein Protokorm, mittlerweile noch zwei Nachkeimungen
- Anacamptis sancta, keine Keimung, 6, Selbstung meiner Pflanze aus 2011, keimte auch damals nicht
- Dactylorhiza purpurella, 12.10.2016, 5, nur wenige Protokorme, diese aber sehr groß, Ernte 2009
- Dactylorhiza saccifera, 02.10.2016, 1, einziges Saatgut aus diesem Jahr, leider stark verpilztes Saatgut, sodass die Aussaat verschimmelte
- Dactylorhiza maculata, keine Keimung
- Dactylorhiza sambucina, keine Keimung
- Dactylothiza orcholeuca, keine Keimung
- Dactylorhiza majalis, keine Keimung
- Dactylorhiza elata, keine Keimung
- Dactylorhiza orcholeuca x ?, 5-, Keimung erst am 04.12.2016, nur zwei winzige Protokorme
Alle Samen wurden im Kühlschrank in Papiertüten aufbewahrt. Es scheint das dies für Anacamptis-Arten gut klappt, Dactylorhizas sollte man wohl so nicht auf lange Zeit aufbewahren.
Die Aussaaten die gut keimten wurden am 29.09.2016 umgelegt und noch mal am 16.10.2016.
Viele Gläser wachsen aber nicht weiter. Die Protokorme haben zwar Triebspitzen gebildet, treiben aber seit Wochen keine Blätter und sind im Wachstum stagniert. Ich schätze ich sollte sie nachfüttern. Die Gläser die am schnellsten wuchsen wurden am 17.12.2016 auspikiert in zwei Substrate, Neudohum/Seramis/Basaltsplitt einmal in der Zusammensetzung 50%/30%/20% und einmal 20%/60%/20%. Angegossen mit destilliertem Wasser mit 23 Tropfen Bi58 auf 0,5 Liter Wasser.
Die Schilder auf den Fotos sind 10*160mm als Größenvergleich. Die Sämlinge zeigen schon Ansätze für Knollen und Wurzeln.
Am 30.11.2016 wurde noch einmal ausgesät, hier sind aber noch keine Keimungen zu sehen. Ich denke das liegt aber an den kühleren Temperaturen. Zudem ist in einigen Petrischalen der Agar sehr dunkel geworden. Es zeigt sich kein Schimmel und ich bin noch unsicher welche Art Verkeimung dies ist und wie sich das ganze entwickelt.
Liebe Grüße
Tobias
Hallo Tobias,
teilweise sehr schöne Sämlinge. Du hast relativ früh pikiert. Ich denke Du wirst die meisten groß kriegen. Ich habe morios früher gesät - Anfang Juli und die letzten Mitte November pikiert. Bei früherer Aussaat mit mehr Wärme und Licht gewinnen sie schneller an Größe. Bilder kann ich leider nicht einstellen, da das Bildformat zu groß ist.
Dactylorhizasamen musst Du möglichst bei -18°C einfrieren. Die keimen dann auch noch nach 10 Jahren. Ruthei hatte ich vergessen mit den anderen einzufrieren. Von den Samen ist nach einem Jahr schon nichts mehr gekeimt.
Zitat von: Uhu am 22.Dez.16 um 23:35 Uhr
Bilder kann ich leider nicht einstellen, da das Bildformat zu groß ist.
Jürgen, das Bildformat ist hier nicht begrenzt, nur die Dateigrösse auf 2 MByte pro Beitrag
Hallo Jürgen,
vielen Dank! Ich werde weiter berichten wie die Sämlinge sich entwickeln. Ich hätte auch lieber etwas früher ausgesät, aber da wurde zeitlich leider nichts draus. Ich hoffe das es nächstes Jahr früher klappt.
Vielen Dank für den Tipp, dann werde ich Dactylorhiza-Samen ab jetzt einfrieren.
Liebe Grüße
Tobias
Tobias, ich hatte festgestellt, dass die Desinfizierung mit 3% H2O2 für 10 Minuten die Samen von Orchis laxiflora erheblich beeinträchtigt.
Es kam zu einer Keimverzögerung (auf A36) von über 2 Wochen und dann haben sich die Sämlinge nur ganz langsam fortentwickelt.
Die nicht desinfizierten Samen sind viel früher gekeimt und auch schneller gewachsen. Leider waren einige von ihnen mit Fremdpilzen infiziert.
hier meine pikierten morios Ende Oktober (leider ohne Maßstab); die auf der linken Seite haben sich gut entwickelt. Die Blassen rechts habe ich gar nicht erst getopft
Vielen Dank für den Hinweis Berthold. Die Gefahr sich Fremdinfektionen einzufangen ist ohne Desinfektion ja immer höher, aber wenn die Sämlinge ohne besser wachsen sollte man wohl zumindest die Samenmenge teilen und beides probieren.
Sehr schöne Sämlinge Jürgen! Vielen Dank für das Foto, dass ist für mich ein sehr guter Anhaltspunkt wann man pikieren sollte.
Zitat von: Tobias am 23.Dez.16 um 11:27 Uhr
Vielen Dank für den Hinweis Berthold. Die Gefahr sich Fremdinfektionen einzufangen ist ohne Desinfektion ja immer höher, aber wenn die Sämlinge ohne besser wachsen sollte man wohl zumindest die Samenmenge teilen und beides probieren.
Ja genau, man sollte das Risiko durch Teilung reduzieren und alle Gläser mit Infektionen oder schlecht keimenden Samen
gnadenlos vernichten, um Platz zu schaffen grins
Die Selektion fängt in der Küche an.
Ja der Platz ist immer das nächste Problem. grins
Hallo,
vor ein paar Tagen ging es weiter, die nächsten Sämlinge wurden pikiert. Selbe Behandlung wie bei den ersten.
Es wurden hauptsächlich A. boryi und A. elegans getopft. Ein paar Sämlinge warten noch in den Gläsern und sollten meiner Meinung nach noch etwas großer werden.
Bei den Aussaaten tut sich immer noch was. Auch jetzt nach Monaten gibt es noch schwache Keimungen von A. elegans und A. palustris, die bald umgelegt werden. Allerdings erweisen sich viele der Protokorme auch als nicht sehr wüchsig und wachsen nach dem Umlegen nicht merklich weiter.
Von den Ende November gemachten Aussaaten sind bisher nur A. elegans gekeimt. Ich vermute das vieles andere abgetötet wurde, weil ich nach dem Desinfizieren mit 3% Wasserstoffperoxid nicht nachgewaschen habe. Naja wieder etwas gelernt.
Liebe Grüße
Tobias
Und noch mal ein paar Fotos von den zuerst pikierten A. fragrans, sie sind sehr gut weiter gewachsen!
die sehen gut aus;
Ich glaube nicht, dass Misserfolge am fehlenden Nachwaschen liegen. Ich desinfiziere vor der Aussaat auf Pilz immer in H2O2 und lasse danach trocknen. Nachgewaschen wird bei mir nie.
Vielen Dank!
Okay gut zu wissen. So habe ich es auch gemacht. Dann muss wohl was anderes falsch gelaufen sein.
Zitat von: Tobias am 10.Feb.17 um 15:50 Uhr
Von den Ende November gemachten Aussaaten sind bisher nur A. elegans gekeimt. Ich vermute das vieles andere abgetötet wurde, weil ich nach dem Desinfizieren mit 3% Wasserstoffperoxid nicht nachgewaschen habe.
Das glaube ich wie Jürgen auch nicht.
Bei mir sind Orchis laxiflora, die mit H2O2 desinfiziert wurden, sehr langsam gekeimt. Die Samen wurden nach dem Desinfizieren getrocknet. Deshalb kann die Ursache für das schlechte Keimen nicht daran liegen, dass H2O2 den Pilz geschädigt hat.
Meine Samen wurden danach auch getrocknet. Ich vermutete die Embryonen wurden vom H2O2 abgetötet, da die Samen verschiedener Arten mit Nachwaschen bei der ersten Aussaat sehr gut keimten (z.B. Anacamptis boryi). Die anderen Parameter waren gleich (selbe Schale zum Impfen, selbe Haferkonzentration), nur der Zeitpunkt war später und die Temperaturen dadurch geringer. Allerdings keimten parallel nachgewaschene Samen, die vom ersten mal übrig waren, gleich wie zu vor. Also kann es meines Erachtens nur am fehlenden Nachwaschen gelegen haben oder ich übersehe irgendetwas.
Gruß
Tobias
Wenn man nachwäscht, ist die Verweildauer von H2O2 am Samen kürzer. Das könnte theoretisch eine geringere Schädigung des Samens bedeuten.
Tobias, das Substrat sieht aus, als ob es viele anorganische Bestandteile enthält, wie hast Du es gemischt?
Das war auch meine Vermutung Berthold. Aber es scheint ja doch an etwas anderem zu liegen.
Vielleicht mache ich bei Zeiten mal einen Test dazu.
Jan, das sehr organische Substrat besteht zu 30% aus Seramis, 20% Basaltsplitt und 50% Neudohum. Das zweite enthält nur 20% Neudohum und dafür 60% Seramis, also das selbe Substrat wie für adulte Pflanzen.
Mal sehen wie die Knollen die die Sämlinge bilden aussehen. Früher habe ich auch mal Neudohum pur für Sämlinge verwendet. Ich erinnere mich aber nicht mehr wie die Ergebnisse aussahen.
Zitat von: Tobias am 10.Feb.17 um 22:23 Uhr
Jan, das sehr organische Substrat besteht zu 30% aus Seramis, 20% Basaltsplitt und 50% Neudohum. Das zweite enthält nur 20% Neudohum und dafür 60% Seramis, also das selbe Substrat wie für adulte Pflanzen.
Mal sehen wie die Knollen die die Sämlinge bilden aussehen. Früher habe ich auch mal Neudohum pur für Sämlinge verwendet. Ich erinnere mich aber nicht mehr wie die Ergebnisse aussahen.
In Neudohum wachsen die Sämlinge zu Anfang meist sehr gut. Aber nach 3 bis 4 Monaten kann sich Fäulnis ansiedeln und alle Sämlinge faulen ab.
Man muss deshalb sehr sorgfältig auf die Töpfe achten und darf nur selten mehr als bügelfeucht kultivieren.
nochmal zum Nachwaschen - womit wascht ihr nach? Kranwasser oder Aqua dest; steril oder unsteril?
ich meine wenn H2O verdunstet ist es weg; wenn H2O2 verdunstet ist es auch weg; bleibt da noch irgendein freies Sauerstoffatom nach dem Trocknen zurück?
Bei mir stehen die Sämlinge alle in Zimmergewächshäusern und wurden bisher nur das eine mal beim Auspikieren gegossen. Andere Sämlinge vom Herbst wurden in den ca. 6 Monaten einmal gegossen.
Ich habe mit sterilisiertem destilliertem Wasser nachgewaschen. So dachte ich eigentlich auch Jürgen. Aber ich denke das verdunsten geht nicht schnell genug und die das H2O2 bleibt zu lange am Samen, so als würde man Stunden lang desinfizieren.
Gruß
Tobias
Diese geringen Spuren von H2O2 oder auch NaOCl werden nach dem Einbringen auf das Aussaat-Medium schnell verdünnt und durch Reaktion mit den organischen Anteilen verbraucht. Ich habe immer wieder Vergleiche angestellt zwischen Nachwaschen und nicht Nachwaschen und sehe bisher keinen Unterschied.
Falls man nachwäscht, dann natürlich mit sterilem Wasser, egal ob destilliert oder aus dem Hahn.
Zitat von: Uhu am 11.Feb.17 um 08:10 Uhr
ich meine wenn H2O verdunstet ist es weg; wenn H2O2 verdunstet ist es auch weg;
:thumb
Zitat von: Claus am 11.Feb.17 um 10:30 Uhr
Diese geringen Spuren von H2O2 oder auch NaOCl werden nach dem Einbringen auf das Aussaat-Medium schnell verdünnt und durch Reaktion mit den organischen Anteilen verbraucht. Ich habe immer wieder Vergleiche angestellt zwischen Nachwaschen und nicht Nachwaschen und sehe bisher keinen Unterschied.
Es ging mir darum, ob die Spuren des Desinfektionsmittels am Samen (ohne nachwaschen und trocknen) bei der symbiotischen Aussaat die Pilze ganz lokal um den Samen herum abtöten oder mutieren lassen und dadurch die Keimung behindern.
Dass die Desinfektionsmittel die lebenden Pilzhyphen grundsätzlich massiv schädigen, ist klar, deshalb desinfizieren wir.
Aber ich habe ja nach dem desinfizieren nicht sofort ausgesät, sondern die Samen vorher trocknen lassen, damit sie wieder streufähig sind. Außer den Samen waren da also keine Substanzen zum reagieren. Ich habe die Samen in den Zentrifugenröhchen zum trocknen weggestellt, was recht lange (ein paar Tage) gedauert hat. Deshalb vermute ich, dass ich nicht wie gewollt 15min, sondern extrem lange desinfiziert habe, was die Samen geschädigt hat.
Allerdings weiß ich nicht wie schnell das H2O2 in Kontakt mit den Samen zerfällt, wie lange also effektiv desinfiziert wurde. Wenn ich nachwasche weiß ich, dass es 15min waren. Deshalb denke ich werde ich das ab sofort wieder machen.
Gruß
Tobias
Zitat von: Tobias am 11.Feb.17 um 11:25 Uhr
Ich habe die Samen in den Zentrifugenröhchen zum trocknen weggestellt, was recht lange (ein paar Tage) gedauert hat. Deshalb vermute ich, dass ich nicht wie gewollt 15min, sondern extrem lange desinfiziert habe, was die Samen geschädigt hat.
Tobias, das hört sich sehr plausibel an. :thumb
Ich secke die Samen in einen Teebeutel und desinfzieren ca 15 Min. mit H2O2 3%. Danach trockne ich den Teebeutel mit untergelegtem Küchenpapier auf dem Heizkörper. Das Küchenpapier zieht relativ rasch die Feuchtigkeit raus. Mit desinfizierten Händen lege ich den Teebeutel immer mal an eine andere, trockene Stelle. Auch bei nur gering aufgedrehter Heizung oder im Sommer ohne Heizung habe ich nach gut 3 Stunden streufähige Samen. - Das ganze funktioniert nur bei Aussaat auf Pilz!! da halten sich die Infektionsraten in bescheidenem Rahmen.
Das klingt nach einer deutlich besseren Methode Jürgen! Danke, das werde ich auch mal probieren.
Wie gut klappt das ganze bei winzigen Samenmengen? Ich habe ursprünglich nicht nachgewaschen, weil ich es vermeiden wollte noch mehr der wenigen Samen aufzusaugen.
Da alle Samen im Teebeutel stecken bleiben keine Reste im Reagenzröhrchen hängen, die man dann kaum rasugesfischt bekommt. Ich komme jedenfalls damit gut zurecht.
Leider sind sehr kleine Samenmengen nach meiner Beobachtung auch häufiger mit schlechten Keimraten assoziiert. Hatte ich zuletzt bei einer genehmigten Standortsammlung von Herminium. Hab auf einem guten Standort nach Biotoppflege und Ablagerung des Schnittgutes auf dem Hauptwuchsort nur 2 teilweise ausgestreute Stängelchen gefunden - und die Reste in den Kapseln sind dann auch noch schecht gekeimt.
Die Orchis palustris kapsel von diesem Jahr auf einer schwachen Pflanze mit Blattlausbefall in der Urlaubsabwesenheit war letztes Jahr leider auch ganz schlecht.
Vielen Dank für den Erfahrungsbericht.
Das mit den kleine Mengen hatte ich auch (Anacamptis sancta), da keimte leider nichts. Naja die Mutterpflanze lebt noch, hat aber seit 2011 nicht mehr geblüht. Die andern Samenmenge waren hauptsächlich so klein, weil sie von früher übrig geblieben waren. Da keimte noch einiges zufriedenstellend bis sehr gut. Jetzt müssen die Pflanzen nur noch groß werden, damit ich neue Samen machen kann. :-D
Zitat von: Uhu am 11.Feb.17 um 12:03 Uhr
Ich secke die Samen in einen Teebeutel und desinfzieren ca 15 Min. mit H2O2 3%. Danach trockne ich den Teebeutel mit untergelegtem Küchenpapier auf dem Heizkörper. Das Küchenpapier zieht relativ rasch die Feuchtigkeit raus. Mit desinfizierten Händen lege ich den Teebeutel immer mal an eine andere, trockene Stelle. Auch bei nur gering aufgedrehter Heizung oder im Sommer ohne Heizung habe ich nach gut 3 Stunden streufähige Samen. - Das ganze funktioniert nur bei Aussaat auf Pilz!! da halten sich die Infektionsraten in bescheidenem Rahmen.
I'm sorry, but I do not understand it well (perhaps because I do not know German well), why to sterilize the seeds, when then they are exposed to the outdoor environment, where they can be re-infected.
Zitat von: Stanislav am 15.Feb.17 um 09:46 Uhr
why to sterilize the seeds, when then they are exposed to the outdoor environment, where they can be re-infected.
Stanislav, seeds are not for outdoor environment but for in vitro sowing onto clean B1 or A36 fungus. We don't want to contaminate that fungus by other fungi
Ich verstehe das auch nicht so richtig. Ziel ist ja wohl die bessere Verteilung der Samen auf dem Nährboden. Und da streut es sich leichter als mit feuchten Klumpen umzugehen. Ich benutze die Rückseite der Schaufel eines Mikrospatels zur Verteilung der feuchten Samen. Das geht sehr gut.
Die Teebeutel-Methode hat vielleicht den Vorteil mit winzigen Samenmengen noch ein Ergebnis zu erzielen. Bei mir waren das Spiranthes sinensis und australis. Die habe ich ohne überhaupt zu desinfizieren auf den Pilzboden gestreut. Ein Glas kontaminierte, das andere nicht.
Zitat von: Berthold am 15.Feb.17 um 10:13 Uhr
Zitat von: Stanislav am 15.Feb.17 um 09:46 Uhr
why to sterilize the seeds, when then they are exposed to the outdoor environment, where they can be re-infected.
Stanislav, seeds are not for outdoor environment but for in vitro sowing onto clean B1 or A36 fungus. We don't want to contaminate that fungus by other fungi
Berthold, it is absolutely clear to me that the seeds are intended for in vitro sowing. But my question was meant otherwise - e.g. during drying the seeds are exposed to the outdoor environment and can be re-infected.
Ja wie sollte man ausserhalb der Sterilbank trocknen und den Samen steril halten?
Ich habe bis jetzt immer mit H2O2 sterilisiert und noch nass ohne waschen auf dem Nährboden verteilt. Ich weiss aber nicht ob die Methode bei der Symbiotischen aussaat dem Pilz schadet. Der Samen scheint jedenfals nicht beeinträchtigt zu werden.
Zitat von: FlorianO am 15.Feb.17 um 11:32 Uhr
Ja wie sollte man ausserhalb der Sterilbank trocknen und den Samen steril halten?
Ich habe bis jetzt immer mit H2O2 sterilisiert und noch nass ohne waschen auf dem Nährboden verteilt. Ich weiss aber nicht ob die Methode bei der Symbiotischen aussaat dem Pilz schadet. Der Samen scheint jedenfals nicht beeinträchtigt zu werden.
Wenn du den Pilzboden 5-6 Tage vor der Aussaat herstellst, d.h. mit dem Pilz infizierst, dann bietet der Symbiosepilz auch einen gewissen Schutz gegen Fremdinfektionen. Und das bisschen H2O2 schadet auch nicht.
Zitat von: Stanislav am 15.Feb.17 um 11:26 Uhr
Berthold, it is absolutely clear to me that the seeds are intended for in vitro sowing. But my question was meant otherwise - e.g. during drying the seeds are exposed to the outdoor environment and can be re-infected.
Sorry, Stanislav.
In symbiotic sowing the procedure is not so sensitive against infection as in non symbiotic sowing due to the germinating fungus which suppresses the other fungi a little bit, so You can afford a bit "dirt" in a private hobby handling.
You shouldn't do so in a professional sowing procedure.
Hello Stanislav,
as Berthold already stated, i for example do not work in a laminar flow bench at all when working with symbiotic fungi. I just do the procedure of sowing on the countertop in the kitchen. Very few petridishes go mouldy.
Although the symbiotic funus can protect it self and the growing protocorms against infections (i even open old glasses in which the fungus is well established in the outdoor enviroment without getting them infetet with mould), it becomes a problem when the seeds are contaminated quite heavily. And because i kept them inside the fridge for a few years i suspect they where no t very clean. For that reason i sterilized them. The few spores that get on them while air drying do not seem to harm the fungus and every things keeps clean.
Ich will den Samen hauptsächlich aufstreuen, weil das ganze einfacher ist. Ich arbeite mit Petrischalen und Aufstreichen der feuchten Samen ist etwas unpraktisch und hat auch die paar Male die ich es probiert habe immer zu Schimmelbildung geführt. Ich versuche also die, wohlgemerkt meist noch nicht vom Pilz besiedelte, Agaroberfläche nicht zu berühren. Und da das ganze eh nur "halbsteril" auf der mit Ethanol abgewischten Kuchenarbeitsplatte passiert stören die paar Sporen nicht.
Zitat von: Tobias am 15.Feb.17 um 19:54 Uhr
Ich will den Samen hauptsächlich aufstreuen, weil das ganze einfacher ist.
Wenn Du auf Petrischalen kleine Samenmengen aufbringen willst, kann Du den Samen nach dem Desinfizieren auf ein kleines Stück Kaffee-Filterpapier kippen, um den Samen von der Flüssigkeit zu trennen.
Den Kaffeefilter kannst Du dann mit der Schokoladenseiten auf den Agarboden legen und wieder abziehen. Dabei werde die meisten Samen am Agar kleben bleiben.
Das ist auch eine gute Idee, vielen Dank.
Mein Ziel ist es möglichst nur ca. 20 keimfähige Samen gleichmäßig in der Petrischale zu verteilen. Nur die Umsetzung klappt noch nicht ganz. :-D